Где накапливается крахмал у растений: где накапливается крахмал в растительной клетке?

где накапливается крахмал в растительной клетке?

Дпочий чинник ендокринної системи:а) кровB в) гормони6) нервoul імпульсиг) ферменти2. Процес утворення чоловічих статевих клітин:а) запліднення в) ово … генезб) сперматогенезг) розмноження3. Місце, де відбувається процес запліднення яйцеклітини: 6) матка• а) нечники4. Стать дитини визначається:а) до заплномия в) після запліднення5. Наслідки порушення вуглеводного обміну:а) цукровий діабетв) карликовість6. Плацента — це: а) частина зародкаб) зародкові оболонкив) стана маткиг) орган, який поєднуе плід з організмом7. Вік, у якому и хлопчиків починаються статеве дозрівання:a) 11-12 років6) 13-14 роківг) 17-18 років 3. Залоза, що найдужче активізується при стресi:в) 15-16 роківа) щитовидна залозаб) наднирковикив) вилочкова палова г) тимус9. Залопа, що відіграє головну роль у збереженні гормональної рівноваги:а) наднирковикив) епіфіз10. До пеперичних захворювань належать:б) щитовидна залозаг) гіпоталамуса) простатит 6) гонорея • в) сифіліс 11.

Можлив наслідки захворювання на СНІД:а) збільшення кількості еритроцитів у крові6) підвищення зсідання кровіп) руйнування стінок кровоносних судинг) порушення імунної системи12. Речовини, які сприяють підвищенню концентрації глюкози в крові: О в)адреналін • б) інсулін в) глюкагон г) пепсинО г) циститB) mixsaг) маткоп трубиб) у момент заплідненняг) при допрванні яйцеклітиниб) мікседемаг) гігантизм​

Наиболее древняя группа животных с 2 кругами кровообращения СРОЧНО ПЖ

проблеми та перспективи розвитку​

Какое оружие сильнее Ядерного, Химического и Биологического оружия

помогите! даю 11 баллов

Пж дуже срочно. Даю 30 балів.

Прочитайте уривок із вигаданої газетної статті та вкажіть авторові на по-милки й неточності в тексті: «Генетичний код ГМО відрізняється від гене-тично … го коду нормальних організмів тим, що ГМО містять гени, які ста-новлять серйозну небезпеку для здоров’я людини. Численні дослідженнявчених показали, що вживання ГМО в їжу спричиняє рак, СНІД і коров’ячийсказ, проте, незважаючи на це, ГМО продовжують активно вирощуватита продавати в Україні.

І це в той час, коли в усіх інших цивілізованихкраінах виробництво й поширення ГМО заборонені та суворо пересліду-ються законом! На щастя, провідні біологи світу ведуть непримиреннуборотьбу за світ без ГМО».​

помогите, ответьте на все вопросы, даю 10 баллов

план на тему забруднення смиття​

таблиця( назва гормону, їх дія та оптимізація, хвороби при нестачі та надлишку гормонів) пж дуже срочно. Даю 40 балів.

Крахмал растениях — Справочник химика 21

    В виде крахмала растения хранят свои запасы питательных веществ, особенно предназначенные для будущего поколения. Много крахмала в семенах, например в кукурузных початках или зернах пшеницы, а также в клубнях картофеля или корнеплодах моркови, из которых вырастают новые растения. Крахмал очень удобен для сохранения глюкозы, потому что он хранит ее остатки в нерастворимом виде. А когда нужно, растение может снова разложить крахмал на молекулы глюкозы — гидролизовать его.  [c.145]
    Растения Содержание крахмала Растения Содержание крахмала [c.356]

    Крахмал (растения), гликоген (животные) Амилопектин (растения), гликоген (животные), декстрин (бактерии) [c.58]

    Исходя из этой гипотезы разложения диоксида углерода, можно было предположить, что для образования сахаров и крахмала растения должны усваивать промежуточные продукты — СО или формальдегид. Однако оба соединения оказались токсичными для растений, что указывало на ошибочность схемы Байера. [c.62]

    Углеводы — это обширный класс органических соединений с эмпирической формулой С (Н, 0) , образование которых связано с процессом фотосинтеза. Углеводы в растениях находятся в виде моносахаридов (глюкоза — С Н О ), олигосахаридов (крахмал) и полисахаридов (целлюлоза — (С Н О ) , где п > 10000. Целлюлоза — основной строительный материал растительных тканей. Она выполняет в растениях опорные функции и придает им механическую прочность.

По распространенности органических веществ на земном шаре она занимает первое место. [c.47]

    Крахмал образуется в результате фотосинтеза в листьях растений, откладывается про запас в клубнях, корневищах, зернах. В пищеварительном тракте человека и животных крахмал подвергается гидролизу и превращается в глюкозу, которая усваивается организмом. [c.494]

    Затем в растениях глюкоза превращается в крахмал или целлюлозу — их основную структурную часть. Сахароза и крахмал быстро усваиваются человеческим организмом, что делает их удобной формой для запаса энергии. Целлюлоза же не усваивается в организме человека, поскольку отличается от крахмала по способу соединения остатков сахаров друг с другом (рис. 1У.5). Из-за такой структуры большинство животных (за исключением жвачных животных, многих насекомых, в том числе термитов) не могут использовать целлюлозу как источник энергии. Неперевариваемая человеком клетчатка играет, однако, важную роль в поддержании нормального состояния желудочно-кишечного тракта.

 [c.246]

    Ядро клетки по своему составу представляет ту же протоплазму, только более уплотненную и с прибавлением небольшого количества фосфорных соединений. Кроме того, клетки содержат в себе некоторые специализированные скопления белка — пластиды, представляющие собой как бы лабораторию органической химии, в которой происходят выработка и преобразование различного рода органических соединений. К пластидам относятся, например, хлорофилловые зерна растений, поглощающих угольную кислоту и обладающих способностью разлагать ее на свету на ее составные элементы, причем кислород возвращается в воздух, а углерод усваивается и отлагается в растениях в виде углеводов крахмала, сахара и пр. Усвоение углерода путем расщепления, углекислого газа происходит по уравнению  

[c.22]

    Крахмал-также полимер глюкозы, но с а-связью, показанной на рис. 21-16, б. Крахмал представляет собой стандартную форму, в которой хранится глюкоза, использующаяся в качестве источника пищи в растениях и являющаяся основным источником запасенной солнечной энергии. Крахмал накапливается в стеблях растений, листьях, корнях и семенах. Все организмы обладают ферментами, необходимыми для усвоения крахмала. Первой стадией ферментации независимо от того, происходит она в желудке или в пивном чане, является расщепление крахмала в глюкозу. Если долго подержать во рту хлеб, он в конце концов приобретает сладкий вкус, потому что ферменты нашей слюны могут превращать в сахар содержащийся в хлебе крахмал. 

[c.312]

    Молекулой, синтезируемой в процессе фотосинтеза в качестве накопителя энергии, является глюкоза, один из простейших углеводов. Углеводы играют роль не только накопителей химической энергии, но и важного строительного материала в растениях из них состоят древесина, хлопковое волокно, ткани стеблей более мягких растений и др. Глюкоза полимеризуется в целлюлозу, которая является основой структурных материалов и не может быть пищевым продуктом для человека, и в крахмал, который накапливается в семенах, зернах и корнях растений и может использоваться в пищу, так как при его разложении в организме человека снова получается глюкоза.

 [c.338]

    Как используются в растениях два полимера-крахмал и целлюлоза Какие вещества играют аналогичные роли в человеческом организме  [c.342]

    Минеральными удобрениями называют соли, содержащие элементы, необходимые для питания растений и вносимые в почву для получения высоких и устойчивых урожаев. В состав растений входят около 60 химических элементов. Для образования ткани растения, его роста и развития требуются в первую очередь углерод, кислород и водород, образующие основную часть растительной массы, далее азот, фосфор, калий, магний, сера, кальций и железо. Источниками веществ, необходимых для питания растений, служат воздух и почва. Из воздуха растения извлекают основную массу углерода в виде диоксида углерода, усваиваемого путем фотосинтеза, а из почвы — воду и минеральные вещества. Некоторое количество диоксида углерода воспринимается корневой системой растений из почвы. Среди минеральных веществ особенно важны для жизнедеятельности растений азот, фосфор и калий.

Эти элементы способствуют обмену веществ в растительных клетках, росту растений и особенно плодов, повышают содержание ценных веществ (крахмала в картофеле, сахара в све-кле, фруктах и ягодах, белка в зерне), повышают морозостойкость и засухоустойчивость растений, а также их стойкость к заболеваниям. При интенсивном земледелии почва истощается, т. е. в ней резко снижается содержание усваиваемых растениями минеральных веществ, в первую очередь растворимых в воде и почвенных кислотах соединений азота, фосфора и калия. Истощение почвы снижает урожайность и качество сельскохозяйственных культур. Уменьшение содержания питательных веществ в почве необходимо постоянно компенсировать внесением удобрений. Ввиду огромных масштабов потребления минеральные удобрения— наиболее крупнотоннажный вид химической продукции, годовое количество которой составляет десятки миллионов тонн. 

[c.143]

    Одним из распространенных углеводов растений является крахмал. Он откладывается в форме зерен в корнях и семенах растений. [c.32]

    Применение МУ помимо повышения урожайности, увеличивает производительность труда, сокращает себестоимость сельскохозяйственной продукции и улучшает ее качество повышает содержание сахара в свекле, крахмала в картофеле, увеличивает прочность хлопкового и льняного волокон, морозо- и засухоустойчивость растений. [c.241]

    Простые сахара в виде сахарозы (димеров глюкозы и фруктозы) непосредственно ферментируются в этанол. Они, однако, содержатся в достаточной концентрации лишь в небольшом числе растений, прежде всего в сахарном тростнике и сахарной свекле. В некоторых сельскохозяйственных культурах (картофеле, кукурузе и других зерновых) довольно много крахмала, представляющего собой олигомер глюкозы. В древесине и растительных сельскохозяйственных отходах сахара содержатся в виде целлюлозы и гемицеллюлозы. Олигомеры и полимеры сахаров перед ферментацией превращают в моносахариды путем гидролиза  

[c. 122]

    Подкормку растений углекислым газом весьма часто осуществляют в оранжереях, так как СО2 — исходный материал в процессе фотосинтеза, т. е. в процессе образования в растениях крахмала и целлюлозы при взаимодействии СО2 с водой под воздействием химически активной радиации. Для нормального роста растений содержание в атмосфере СО2 должно составлять не менее 0,2 %. В действительности доля СО2 не превышает 0,03 %, поэтому желательно обогащение воздушной среды углекислым газом. [c.346]

    Реакции гидролиза, т. е. расщепления органических высокомолекулярных соединений действием воды, имеют большое биологическое и техническое значение. Путем гидролиза происходит распад белковых веществ, крахмала, гликогена, клетчатки, жиров, восков, глюкозидов и тому подобных веществ, причем образуются более простые низкомолекулярные соединения. Реакции гидролиза противоположны по направлению реакциям межмолекулярной дегидратации. В животных и растительных организмах между этими процессами существует биологическое равновесие. В организмах путем дегидратаций происходит образование полисахаридов, белков, жиров и других сложных соединений. Эти эндотермические по своему характеру процессы осуществляются при участии солнечной энергии, которая таким образом вовлекается в биосферу земли. Поэтому сложные химические вещества растений являются как бы аккумуляторами солнечного тепла. [c.534]

    Новейшие химические и рентгеноскопические исследования показали, что крахмал и целлюлоза состоят из остатков глюкозы, связанных глюкозидными связями, но, несмотря на большое химическое сходство, крахмал и целлюлоза отличаются друг от друга и по строению и по свойствам. Крахмал представляет собой зерна и сферокристаллы, которые можно растереть в мелкий порошок, а целлюлоза—нити и волокна, прочные на разрыв. Роль крахмала и клетчатки в растениях различна крахмал является питательным веществом, тогда как клетчатка—опорной тканью. [c.536]

    Понижение температуры замерзания растворов имеет большое значение для живых организмов. Так, сок в их клетках представляет собой в основном раствор органических веществ его температура замерзания лежит ниже 273 К, поэтому организмы не погибают при пониженных температурах. Характерно отметить, что зимостойкость растений обусловлена концент[)ацией клеточного сока чем выше концентрация, тем более низкие температуры может переносить растение. Процесс превращения более высокомолекулярных соединений в соединения с меньшей молекулярной массой при наступлении холодов (например, крахмала в углеводы типа глюкозы), протекающий в клетках растений, также вызван стремлением повысить концентрацию клеточного сока. По этой же причине хорошо сохраняются овощи и фрукты при температуре 272 К- [c.106]

    Крахмал (разд. 25.4)-общее название группы полисахаридов, которые служат резервными источниками энергии в растениях. [c.466]

    Целлюлоза является главной составной частью организма растений, она придает ему прочность и эластичность. Целлюлоза также состоит из длинных цепочек, составленных из остатков глюкозы, но соединенных друг с другом несколько иначе, чем в молекуле крахмала. Попытки синтезировать целлюлозу еще не привели к положительным результатам, и поэтому ее получают из древесины, соломы и других растительных материалов путем горячей обработки растворами вешеств, растворяющих содержащиеся в этих материалах лигнин и другие примеси. Целлюлозу широко используют для получения бумаги. Хлопок и другие виды растительного волокна, представляющие собой почти чистую целлюлозу, применяют в текстильном производстве для получения тканей. Производные целлюлозы — нитрат целлюлозы, ацетат целлюлозы и другие простые и сложные эфиры целлюлозы — применяют для получения кинофотопленок и искусственного волокна. [c.419]

    Гликоген (животный крахмал) имеет тот же состав, что и крахмал растений по строению подобен анилопектину (25 000 90 000 глюкозных остатков). Гидролизуется аналогично крахмалу. Гликоген выполняет ту же функцию в живых организмах, что крахмал в растениях. Все жизненные процессы сопровождаются и энергетически обеспечиваются биологическим расщеплениеи этого полисахарида, приводящим к образованию (+)-молочной кислоты. Гликоген содержится во всех клетках живого организма, наиболее богаты им печень и мышцы. [c.511]

    Крахмал ( eHi,Og),. является распространеннейшим веществом растительного мира. В виде крахмала растения накапливают питательные вещества крахмал образуется из углекислоты и воды, которые ассимилируются зелеными растениями на свету. Он содержится уже в хлоропластах листьев. В растениях углеводы находятся в питательной системе в виде водораствори)мой глюкозы и отлагаются в косточковых плодах и корневых клубнях в виде круглых крахмальных зерен. Каждый сорт крахмала имеет характерный вид, и происхождение его можно установить под микроскопом. В невыделенном виде, 8 сельскохозяйственных продуктах, крахмал является важнейшим пищевым и кормовым веществом. Его можно выделять также из продуктов и непосредственно использовать (см. ниже). [c.372]

    Внутриклеточные или соматические полисахариды являются энергетическим и структурным материалом клетки. К ним относятся гликоген мышц и крахмал растений. Эти соединения имеют лабильную а-глнко-зидную связь, легко разрывающуюся при ферментативном и кислотном гидролизе. [c.60]

    Медь принадлежит к числу микроэлементов. Такое название получили Fe, Си, Мп, Мо, В, Zn, Со в связи с тем, что малые количества их необходимы для нормальной жизнедеятельности растений. Микроэлементы повышают активность ферментов, способствуют синтезу сахара, крахмала, белков, нуклеиновых кислот, витаминов и ферментов. Микроэлементы вггосят в почну с микроудобрениями. Удобрения, содержащие медь, способствуют росту растений на некоторых малоплодород[1Ых почвах, повышают их устойчивость против засухи, холода и некоторых заболеваний. [c.576]

    Растения запасают пьзкгу в форме крахмала, а животные — в форме гликогена. [c.245]

    Полимерные молекулы, состоящие из мономеров — сахаров, называются полисахаридами >ис. IV.5). (Вспомните, что приставка поли обозначает молекулу, содержащую повторяющиеся молекулы меньшего размера, соединенные вместе. ) Крахмал — основной компонент зерна и многих овощей это полисахарид, состс яии й из глюкозных остатков. Целлюлоза — волокнистое структурное вещество растений это еще один полисахарид, образованный глюкозой. Некоторые ипы углеводов перечислены в табл. IV.3. [c.245]

    В растениях молекула глюкозы полимеризуется в цепи, состоящие из тысяч мономерных единиц, в результате чего получается целлюлоза, а если полимеризация происходит несколько иным образом, получается крахмал. Близкородственный к глюкозе К-ацетилглюкозамин в результате полимеризации образует хитин — вещество, из которого состоит роговица насекомых. Другое близкое по составу вещество, Ы-ацетилмурановая кислота, сополимеризуется в другую последовательность цепей, из которых построены стенки бактериальных клеток. Глюкоза разлагается в несколько стадий, выделяя энергию, которая требуется живому организму. Избыток глюкозы переносится кровотоком в печень и превращается в животный крахмал — гликоген, который при необходимости снова превращается в глюкозу. Глюкоза, целлюлоза, крахмал и гликоген относятся к углеводам. [c.308]

    Химические реакции лежат в основе всех жизненных процессов, протекающих в организмах растений и животных. Все продукты жизнедеятельности, как то целлюлоза, крахмал, сахар, жиры, белки и прочие вещества — получаются из исходных веществ, содержащихся в окр жающей среде, — углекислого газа, воды, минеральных солей и пр. Оргаинческне вещества растительного иро-исхо -кдення служат пищей для животных. В их организме путем химических превращений эти вещества преобразуются в еще более сложные вещества. [c.6]

    Растение (тип, часть) Белки сахар, крахмал .еллю- лоза Лигнин [c.24]

    Полисахариды (полимерные углеводы) представляЕот собой соединения, состоящие из многих сотен нли даже тысяч моносаха-ридных звеньев. Их состав отвечает общей формуле (СеНюОз) . Наиболее важными среди полисахаридов являются целлюлоза и крахмал. Оба эти вещества образуются в растениях из диоксида углерода и воды в результате фотосинтеза. Целлюлоза — основной строительный материал растений, крахмал служит запасным пищевым фондом растений и находится в основном в семенах (кукуруза, картофель, рис, пшеница и др.). Углеводы служат источником питания человека. В организме человека и животных они превращаются в жиры и белки. Целлюлоза в виде хлопка и вискозы применяется для изготовления одежды и бумаги. [c.307]

    Д-Глюкоза, виноградный сахар, декстроза. В свободном состоянии этот сахар часто встречается вместе с тростниковым сахаром в растениях особенно богаты им сладкие фрукты. Небольшие количества виноградного сахара содержатся в крови, спипномозговой жидкости и лимфе людей и животных. При некоторых заболеваниях (сахарный диабет) глюкоза в большом количестве появляется в моче. Л-Глюкоза принимает очень большое участие в образова[п-1и ди- и полисахаридов мальтоза, целлобиоза, крахмал, целлюлоза целиком построены нз виноградного сахара в тростниковом и молочно.м сахаре он содержится наряду с другими моносахаридами, а из чрезвычайно большого числа глюкозидов может быть выделен пуТем гидролиза.  [c.441]

    Крахмал. Крахмал является важнейшим резервным углеводом растений. Он образуется из углекислоты, усваиваемой растениями с помощью хлорофилла, и попадает затем в различные части растения, где используется в качестве строительного вещества. В периоды сильной ассимиляции он откладывается в корнях, клубнях и семенах (особенно обильно, например, в картофеле и семенах хлебных злаков). В холодной воде крахмал почти совсем не растворим, но горячая вода растворяет его в значительной степени, причем образуется вязкий раствор, не восстанавливающий фелингову жидкость и при охлаждении застывающий в студнеобразную массу (крахмальный клейстер). Природный крахмал всегда содержит немного фосфора, количество которого в разных видах бывает различным (0,02—0,16%). Этот фосфор, по-видимому, имеет значение для энзиматического распада крахмала. Из продуктов гидролиза картофельного крахмала была выделена глюкозо-6-фосфорная кислота. На основании исследований Макэнна различают две фракции крахмала амилозу и а м и л о-пектин (вещество оболочки). Первая растворяется в воде без образования клейстера и окрашивается иодом в чисто-синий цвет. Амило-пектин, наоборот, с горячей водой образует клейстер и от иода приобретает фиолетовую окраску. Отделение амилопектина может быть осуществлено путем извлечения щелочами или посредством электродиализа отделение амилозы достигается осаждением различными органическими веществами — спиртами (например, амиловым), сложными эфирами, кетонами, меркаптанами, парафинами. [c.454]

    В растениях, например в картофеле, содержатся энзиматические системы, способные даже in vitro превращать глюкозо-1-фосфорную кислоту в такие углеводы, которые после метилирования и расщепления дают те же осколки, что и природный крахмал, или амилоза и амилопектин. По другим свойствам эти углеводы также очень близки амилозе и амилопектину (Хейнс, Хеуорс). С помощью так называемого Р-энзима из картофеля можно получить амилозу, а при большом избытке Q-энзима (из картофеля) — амилопектин Q-энзим может вызывать также превращение амилозы в амилопектин.  [c.456]

    Гексозы (СбН120б). D-глюкоза (виноградный сахар) — кристаллическое вещество, хорошо растворимое в воде, i n безводной глюкозы равна 146°С. Примерно в два раза уступает по сладости сахарозе. Встречается в растениях в свободном виде, а также входит в состав ди- и полисахаридов. В промышленности глюкозу получают из крахмала кипячением с разбавленной серной кислотой. [c.243]

    Крахмал — самый распространенный в природе полисахарид, играющий роль резервного продукта многих растений. В технике крахмал, в основном, получают нз картофеля. В состав крахмала входят два полисахарида — ажилоза (20—30%) и амилопектин (70—80%). Эти полисахариды построены из остатков а-О-глюко-зы, связанных между собой а-(1,4 )-глюкозидными связями  [c.247]

    В зеленом листе растения под воздействием солнечной радиации протекает целый комплекс фотохимических процессов, в результате которых из воды, углекислого газа и минеральных солей образуются крахмал, клетчатка, белки, жиры и другие сложные органические вещества. Процесс фотосинтеза о гень сложен. Он осуществляется при непосредственном участии важнейшего природного фотокатализатора — хлорофилла и сопровождается целым циклом химических превращений, не зависящих от солнечной радиации. В этих превращениях участвует большое число разнообразных биокатализаторов— ферментов. Суммарное уравнение фотосинтеза обычно выражают в виде реакции превращения двуокиси углерода и воды в гексозу  [c.176]

    Крахмал представляет собой не однородное вещество, а смесь содержащихся в растениях полисахаридов. КрахмальЕ служат основной формой пищи, запасаемой растениями в семенах и клубнях. Значительные количества крахмала содержатся в пшенице и кукурузе. Эти продукты служат главными источниками необходимой для человека энергии. Ферменты, имеющиеся в пищеварительном тракте организма человека, катализируют гидролиз крахмала в глюкозу. [c.457]

    Целлюлоза-главный строительный материал растений. Древесина приблизительно на 50% состоит из целлюлозы хлопчатобумажные нити представляют собой почти чистую целлюлозу. Целлюлоза состоит из неразветвленных цепей, построенных из остатков глюкозы ее молекулярная масса в среднем превышает 500000. Структура целлюлозы показана на рис. 25.12. На первый взгляд она очень напоминает структуру крахмала. Однако между ними имеется важное различие, которое заключается в способе связывания остатков глюкозы. Отметим, что в целлюлозе глюкоза находится в своей Р-форме. Ферменты, легко гидролизующие крахмалы, вовсе не гидролизуют глюкозу. Так, вы можете разжевать и проглотить фунт ( 0,5 кг) целлюлозы, не получив при этом вообще никаких калорий, хотя теплота сгорания целлюлозы в расчете на единицу массы почти не отличается от теплоты сгорания крахмала. В отличие от целлюлозы фунт ( 0,5 кг) крахмала обеспечивает значительный запас калорий. Дело в том, что крахмал гидролизуется в глюкозу, которая затем окисляется с выделением энергии. В отличие от крахмала целлюлоза не гидролизуется никакими ферментами, имеющимися в человеческом организме, и поэтому выводится из него неиспользованной. Многие бактерии содержат ферменты, называемые целлюлазами, которые гидролизуют целлюлозу. Эти бактерии присутствуют в пищеварительной системе жвачных животных, например лошадей, использующих целлюлозу в пищу. [c.458]

    Углеводы, образующиеся из полиок-сиальдегидов и полиоксикетонов, служат важнейшим строительным материалом растений и источником энергии для растений и животных. К трем важнейшим группам углеводов относятся крахмал, содержащийся в растениях, гликоген, обнаруживаемый [c.464]

    Крахмал, макромолекула которого состоит из звеньев глюкозы, представляет собой не индивидуальное вещество, а смесь полисахаридов, отличающихся не только размером макромолекул, но и строением. Крахмал является одним из важнейших продуктов фотосинтеза, образующихся в зеленых частях растений, и составляет основную часть питательного вещества хлеба, картофеля и различных круп. В воде при определенной температуре крахмал набухает и клейсте-ризуется, образуя внешне однородную густую жидкость — крахмальный клейстер, который широко применяют в технике в качестве клея, для шлихтования и отделки тканей, для проклеивания бумаги и т, д. Путем гидролиза из крахмала получают декстрин, патоку и глюкозу, [c.418]

    Набухание имеет большое значение в природе и технике. Набухание лежит в основе таких процессов, как клейстеризация крахмала, мерсеризация в текстильной технологии, придание нажора обезволошенной шкуре в кожевенном производстве. Ряд явлений в организмах животных и растении также можно объяснить набуханием. [c.443]

---

Где образуется крахмал

В растении, как на фабрике, существуют пункты производства крахмала с подачей туда сырья — воды, воздуха и энергии; целая система транспорта полученного продукта в виде сосудов и, наконец, склады: плоды, клубни, корни, где накапливаются запасы произведенных продуктов для последующих поколений или для дальнейшего развития этого же растения.[ …]

Крахмал состоит из углерода, извлекаемого из углекислоты воздуха и элементов воды, притекающей к листьям по сосудам из почвы. Других элементов в составе крахмала нет — при сгорании он не дает золы. Листья являются местом образования крахмала — той фабрикой, где производится синтез (образование) крахмала из воды и воздуха за счет солнечной энергии.[ …]

В зеленых частях листьев происходит превращение солнечной анергии в органическое вещество, то есть из элементов; входящих в воду (водорода и кислорода), и углекислоты (углерода), находящейся в воздухе, при помощи солнечной энергии создается крахмал. Известный русский учепый К. А. Тимирязев посвятил много времени изучению жизни растений, и благодаря его трудам люди узнали, как появляется первое органическое вещество в растениях, из которого они строят свое тело и которое может служить пищей для всех остальных организмов, в том числе и человека.[ …]

В листьях совершается консервирование солнечной анергии в форму, доступную для использования остальными организмами. Листья — это звено, которое связывает нашу жизнь с солнцем и без которого она была бы невозможна.[ …]

Чтобы убедиться, что крахмал. образуется именно в листьях, можно наблюдать появление его на освещенных местах листьев. [ …]

После исчезновения крахмала лист покрывают темной бумагой или металлической фольгой с вырезанным в ней словом «крахмал» (или каким-нибудь другим) и в таком виде оставляют на хорошем освещении. Через. день обычно на освещенных местах, то есть под буквами вырезанного слова, образуется крахмал. Когда этот лист специально обработаете — погрузите его сначала в кипяток, потом в спирт до обесцвечивания, а затем в йодный раствор, то на белом листе ярко фиолетовыми буквами выступит ваша надпись «крахмал» 2.[ …]

Вернуться к оглавлению

Почему растения вырабатывают крахмал?. Все обо всем. Том 2

Читайте также

Первое «Почему?»: почему об этом нужно писать?

Первое «Почему?»: почему об этом нужно писать? Давайте начнем с основного вопроса: почему я хочу писать именно эту книгу? Если у вас есть одновременно несколько проектов, то, применяя технику «Почему?» к каждому из них, вы сможете решить, с какого начать. Все очень просто:

28. Что такое коды? Почему мигает лампочка “OD OFF”, “Hold”, “S” или “Check AT”? Почему отсутствуют переключения передач?

28. Что такое коды? Почему мигает лампочка “OD OFF”, “Hold”, “S” или “Check AT”? Почему отсутствуют переключения передач? Здесь речь пойдет об автоматических коробках с электронной системой управления. Работой “электронных” АКПП управляет бортовой трансмиссионный компьютер,

Почему растения поворачиваются к солнцу?

Почему растения поворачиваются к солнцу? Если бы растения не делали этого, они бы не могли жить. Им было бы нечем питаться.Листья производят питание в виде глюкозы для всего растения. Листья содержат специальное зеленое вещество, заставляющее вырабатывать глюкозу.

6.11.1. Растения

6.11.1. Растения В связи с небольшой энергетической ценностью растительного мира следует выбирать растения, произрастающие в большом количестве, либо с большой пищевой массой, высококалорийные растения, произрастающие в прибрежной части водоемов (рогоз, чилим, тростник,

Почему некоторые животные выглядят как растения?

Почему некоторые животные выглядят как растения? Животные, которые похожи на растения, живут под водой в теплых тропических морях. Вы можете увидеть их в аквариумах. Названия этих животных могут ввести в заблуждение, потому что так обычно называют растения.Это морские

Почему растения поворачиваются к Солнцу?

Почему растения поворачиваются к Солнцу? Если бы растения не делали этого, они бы не могли жить. Им было бы нечем питаться. Листья производят питание в виде глюкозы для всего растения. Листья содержат специальное зеленое вещество, заставляющее вырабатывать глюкозу. Это

Крахмал

Крахмал Крахмал (ботан.) – весьма распространенное в растительном царстве вещество. За исключением грибов, некоторых водорослей и очень немногих цветковых, (К. отсутствует: у красных, бурых, циaнoвыx, диатомовых водорослей (Rhodophyceae, Phaeophyceae, Diatomaceae), у немногих зеленых

Растения

Растения Авран лекарственныйАдонис весеннийАдонис волжскийАлтей лекарственныйАргусия сибирскаяАстрагал бороздчатыйАстрагал длинноногийАстрагал коротколопастныйАстрагал рогоплодныйАстрагал ХеннингаАстрагал ЦингераАстрагал шершавыйБагульник болотныйБелозор

Растения

Растения Их ещё недавно, когда к царству растений относились и водоросли, называли высшими растениями. Ныне водоросли ушли в царство протист, и теперь титул «высшие» потерял смысл. Других в растительном царстве просто нет. Растения в целом – сухопутные существа. Обратно

Растения

Растения Энергетическая ценность многих растений невысока (не более 30–40 ккал на 100 г пищевой массы), так что насытиться ими сложно. Поэтому в первую очередь следует искать растения, произрастающие в большом количестве либо с большой пищевой массой, высококалорийные

Amylum, i n – крахмал

Amylum, i n – крахмал Примерное произношение: Амилум.Z:Горящая путевка на двоих в райский уголок. Условия проживания: экзотический шалаш на берегу моря, здоровая растительная пища, богатая крахмалом.(фрагмент рекламного текста) А с МИЛЫМ рай и в шалаше, Сварили АМИЛУМ уже. Ну,

ЛЕКЦИЯ 5

ЛЕКЦИЯ 5.

1. Производные протопласта.

2. Запасные питательные вещества.

3. Продукты распада. Кристаллы.

4. Физиологически активные вещества.

5. Химический состав клеточного сока, его пигменты.

6. Клеточная стенка и ее видоизменения.

1. Характерной особенностью жи­вой материи является способность к постоянному обмену веществ, который складывается из реакций синтеза (ассимиляции) и реакций распада (диссимиляции). Растительные клетки отличаются ин­тенсивной синтетической деятельностью, причем синтез может быть первичным и вторичным. При первичном синтезе происходит образование органических веществ из минеральных. Он идет при участии энергии солнца и называется, как известно, фотосинтезом. При вторичном синтезе осуществляется преобразование органичес­ких соединений — из сахара образуется крахмал, из аминокислот — белки и т. п. Вторичный синтез протекает без доступа света, за счет внутриклеточной энергии, которая выделяется при окисли­тельных процессах (дыхании) в клетке. Наряду с реакциями син­теза в клетках совершается процесс расщепления веществ на бо­лее простые соединения, многие из которых не участвуют в даль­нейшем метаболизме. В результате в клетке появляются различные продукты распада (катаболиты*). Все вещества, вырабатываемые протопластом в результате его жизнедеятельности, составляют группу внутриклеточных включений.

Вещества, нерастворимые в воде, образуют в клетках оформ­ленные включения в виде капель, зерен, кристаллов. Растворимые продукты обмена входят в состав клеточного сока, который накапливается в вакуолях и относится к ж и д к и м(неоформленным) включениям клетки. Вклю­чения не являются постоянными компонентами, они могут появ­ляться и исчезать в зависимости от физиологического состояния клетки.

В соответствии с ролью и значением в жизнедеятельности клетки все внутриклеточные включения можно подразделить на 3 группы: запасные питательные вещества, продукты распада (катаболиты)’ и физиологически активные вещества клетки.

2. Накопле­ние большого количества питательных веществ является особенностью растительных клеток. Эти вещества частично используются клеткой как энергетический материал, окисляясь в процессе дыхания, в результате чего освобождается энергия, необходимая для всех протекающих в клетке жизненных процессов. Кроме того, из за­пасных питательных веществ образуются конституционные вещества, идущие на построение тела растений. Запасные питательные веще­ства встречаются в растительных клетках в виде углеводов, белков и жиров. .

Углеводы в растительных клетках присутствуют в виде полисахаридов, дисахаридов и моносахаридов. Полисахари д ы представлены в основном крахмалом (РАССМАТРИВАЕМ НА ПРАКТИКЕ!!!) однако встречаются также гликоген, инулин и гемицеллюлоза (полуклетчатка). Крахмал яв­ляется одним из наиболее распространенных углеводов, накапли­вающихся в клетках растений в качестве запасного питательного вещества. В его образовании обязательно участвуют пластиды. По происхождению в растениях различают крахмал ассимиляционный (первичный), запасной (вторичный) и транзиторный (переда­точный).

Ассимиляционный крахмал синтезируется в зе­леных частях растений и является одним из первоначальных про­дуктов фотосинтеза. Образование ассимиляционного крахмала воз­можно только в присутствии света и хлоропластов, в которых он откладывается в виде мельчайших зерен шаровидной или палоч­ковидной формы. Однако накопление крахмала в зеленых органах растений в большом количестве, как правило, не происходит. Образовав­шийся в них ассимиляционный крах­мал под действием фермента амилазы переводится в растворимую форму, т. е. гидролизуется до сахара, кото­рый и транспортируется в запасаю­щие органы растения, специально приспособленные для накопления пи­тательных веществ. В этих органах из притекающих к ним сахаров в при­сутствии фермента а м и л о с и н т е а з ы снова образуется крахмал— вторичный, или запасной. Запасной крахмал накапливается в клубнях, корневищах, корнях, семе­нах и других органах растений. Осо­бенно много крахмала содержится в клубнях картофеля (12…20%), семе­нах риса (60…80%), кукурузы (65… 75%), пшеницы (60…70%). Образование вторичного крахмала осуществляется при участии бесцветных пластид лейкопластов и может проходить без доступа света. Запасной крахмал находится в клетках растений в виде зерен различной величины — от 0,002 до 0,15 мм в диаметре. По форме они бывают шаровидные, чечевицеобразные, эллиптические, палочковидные и т. п.

Образование крахмального зерна начинается с возникновения в лейкопласте образовательного центра, вокруг которого стромой лейкопласта слоями откладывается вещество крахмала. Слои содер­жат различное количество воды и имеют различный коэффициент преломления света, благодаря чему они хорошо видны в микроскоп. Если отдельные слои откладываются вокруг образовательного цент­ра равномерно, формируются крахмальные зерна с концентрической слоистостью (злаки, бобовые). Если слой крахмала откладываются вокруг образовательного центра неравномерно, возникают крахмаль­ные зерна с эксцентрической слоистостью (картофель). Различают крахмальные зерна простые, сложные и полусложные. Простые имеют один образовательный центр. Сложные состоят из множества очень мелких простых крахмальных зерен, имеющих каждое свой образовательный центр и слоистость. В состав сложного зерна может входить несколько тысяч простых зерен (шпинат). В полусложных крахмальных зернах — 2 образовательных центра, окруженных общими слоями. Все крахмальные зерна представляют собой сферокристаллы, состоящие из тончайших радиально рас­положенных игл.

Форма и величина крахмальных зерен специфичны для отдель­ных семейств, родов и даже видов растений. Так, у картофеля они отличаются неправильной .формой, эксцентрической слоистостью и Достигают размера .70… 100 мкм. Крахмальные зерна бобовых значительно мельче, овальные, с концентрической слоистостью, и в центре у них обычно образуется продольная трещина. У риса, овса, гречихи крахмальные зерна сложные, легко распа­дающиеся на множество прос­тых зернышек неправильной формы.

Транзиторный крахмал нередко обра­зуется на путях следования сахаров от фотосинтезирующих органов к запасающим. Крахмал окрашивается йодом в синий цвет. , медным купоросом и едким калием —в фиолетовый цвет. Он нера­створим в холодной воде, а в горячей набухает, образуя клейстер. Крахмал имеет как питательное вещество, необходимое растениям, животным и человеку, но и как сырье для промышленного производства глюкозы и спирта.

У незеленых растений — бактерий, грибов, а также некото­ рых водорослей — вместо крахмала накапливается запасной поли­ сахарид гликоген, более характерный для клеток животных организмов. В отличие от крахмала гликоген является воднорастворимым веществом. . ^х

Другим углеводом, заменяющим у некоторых растений крах­мал, является и н у л и н. Он образуется в клубнях земляной груши, корнях цикория, одуванчика и вообще характерен для представи­телей семейства сложноцветные (астровые). Подобно гликогену, инулин растворяется в воде, но под действием спирта выпадает из раствора в виде сферокристаллов. По химическому составу гликоген и инулин близки к крахмалу и имеют одинаковую с ним эмпирическую формулу.

Г е м и ц е л л ю л о з a (C_sH₈0₄) n встречается в семенах ко­фейного дерева, финиковой пальмы, многих видов люпина, предста­вителей семейства лилейные и др., накапливаясь в клеточных оболочках. Под действием ферментов гемицеллюлоза, подобно крах­малу и целлюлозе, может превращаться в сахар.

Моносахариды и дисахариды встречаются в клетках растений в виде различных сахаров в растворенном состоянии.

Моносахариды (С_вН₁₂О_е) представлены виноградным са­харом — глюкозой и плодовым сахаром — фруктозой. Эти сахара накапливаются преимущественно в плодах (яблоня, груша, вино­град), а также в стеблях (кукуруза, сорго), листьях (лук) и других органах растений..

Дисахариды (С₁₂Н₂₂О_и) встречаются обычно в виде трост­никового или свекловичного сахара (сахарозы) и накапливаются в корнеплодах сахарной свеклы, стеблях сахарного тростника, пло­дах арбуза и других растений.

Белки, накапливающиеся в клетках в качестве запасного пи­тательного вещества, необходимо отличать от конституционных жи­вых белков, составляющих основу протопласта. Запасные белки — протеины — являются про­стыми белками. В отличие от сложных (кон­ституционных) белков они состоят, только из аминокислот. Для запасных белков характерна инертность, в силу которой они с большим тру­дом вступают в различные реакции. Запасные белки откладываются в форме алейроновых (протеиновых) зерен (в семенах злаков, бобо­вых) или в виде кристаллоидов (в клубнях картофеля), которые отличаются от настоящих кристаллов способностью к набуханию и окрашиванию. Алейроновые зерна образуются из вакуолей в результате их обезвоживания, что наблюдается при созревании семян. В прора­стающих семенах происходит обратный процесс — набухание, и алейроновые зерна снова превращаются в вакуоли. Размеры и строение алейроновых зерен очень изменчивы, но характерны для определенных групп растений и могут служить систематическим признаком. Алейроновые зерна бывают простые и сложные. Про­стые содержат аморфный белок, в сложных имеются еще кристал­лоид белка и особое округлое тельце глобоид, в состав которого входят кальций, магний и фосфор.

Содержание белка в сельскохозяйственных растениях также весьма различно. Так, в семенах люпина белки составляют 35% от массы сухого вещества, фасоли — 25%, гороха 29%, пшеницы — 12%, кукурузы—10%, картофеля — 8…10%.

От йода, белковые зерна окрашиваются в темно-желтый цвет. В горячей воде, кислотах и щелочах запасные белки растворяются почти полностью.

Жиры (жирные масла) представляют собой сложные эфиры — соединение жирных кислот с глицерином. Они состоят из тех же химических элементов, что и углеводы, но отличаются от них меньшим содержанием кислорода (С_/гН2д0₂). Запасные жиры широко распространены в растительных клетках и обычно сосредоточены в цитоплазме, пластидах и митохондриях. По-видимому, жиры воз­никают непосредственно в цитоплазме, а также образуются в осо­бом типе лейкопластов — олеопластах. Наиболее богаты ими семена и плоды растений. Особенно много жиров содержится в семенах масличных культур: в среднем у подсолнечника — 46…51% от массы сухого вещества, у льна — 37%, у хлопчатника — 23%, у конопли — 34%. Жиры не растворяются вводе, но хорошо раство­ряются в бензине, серном эфире, хлороформе и т. д. По сравнению с другими питательными веществами жиры являются наиболее калорийными: в среднем 1 г жира дает 38,9 кДж (9,3 ккал), белка — 23,8 кДж (5,7 ккал), крахмала — 17,6 кДж (4,1 ккал). У подавля­ющего большинства растений жирные масла жидкие и встречаются в клетках в виде капель различного размера. Твердые жиры харак­терны для семян шоколадного дерева и кокосовой пальмы. Жиры имеют большое значение не только как высококалорийные пита­ тельные вещества, но также применяются человеком в лакокрасоч­ной, мыловаренной промышленности и в качестве смазочных мате­ риалов.

3. Продукты распада (к а т а б о л и т ы). Наряду с запасными питательными веществами в клетках растений образу­ются вещества, которые обычно не участвуют в дальнейших хими­ческих процессах и называются катаболитами. Они могут накапливаться в специальных вместилищах или выделяются в окру­жающую среду. К ним относятся эфирные масла, алкалоиды, гликозиды, дубильные вещества, соли щавелевой кислоты, смолы, каучук и др.

Эфирные масла встречаются значительно реже, чем жирные, и характерны только для растений семейств зонтичные (сельдерейные), рутовые, губоцветные (яснотковые) и некоторых других. Обычно эфирные масла обладают летучестью и сильным специфическим запахом. Они встречаются в виде небольших капелек и скапливаются в различных частях растений — корнях, корневищах, листьях, стеблях, плодах и других органах. Эфирные масла защищают растения от поедания животными, многие из них обла­дают бактерицидными свойствами. Особенно богаты эфирными маслами такие растения, как мята, эвкалипт, роза, тмин, апельсин и некоторые другие. Многие растения (кориандр, мята, герань) возделываются в широких масштабах в качестве эфирномасличных культу]). Эфирные масла широко используются в технике, меди­цине, парфюмерии, кондитерской и других отраслях промышлен­ности.

Алкалоид ы представляют собой азотистые соли органических кислот — яблочной, лимонной, винной и др. Они образуются во всех частях растений — в корнях (белладонна), клубнях (кар­тофель), листьях (табак, чайное дерево), плодах (мак, кофейное дерево), семенах (дурман, люпин, какао) и т. д. В настоящее время известно свыше 1000 различных алкалоидов. Они имеют для растений защитное значение — предохраняют их от поедания животными, иногда играют роль запасных веществ, а также фитогормонов и стимуляторов, вызывающих усиление процессов обмена веществ на тех или иных фазах роста.

Народохозяйственное значение алкалоидов и алколоидоносных растений очень велико. Многие алколоиды (никотин, атропин, кокаин, кофеин, хинин и др.)широко применяются в медицине, ветеринарии и сельском хозщяйстве.

Гликозиды представляют собой соединения глюкозы со спир­тами и другими безазотистыми веществами. Они имеют горький вкус и обладают ядовитыми свойствами, благодаря чему предохра­няют растения от поедания животными. Гликозиды многих расте­ний (ландыш, наперстянка и др.) применяются в медицине. Для промышленности большое значение имеют глнкозиды-красители. Соли щавелевой кислоты в растительных клетках чаще всего встречаются в виде щавелевокислого кальция, ко­торый образует кристаллический песок, сферокристаллы или кри­сталлы иной формы в зависимости от вида растений. Раз­личают одиночные кристаллы, встречающиеся в сухих наружных чешуях луковиц репчатого лука и чеснока; друз ы, представляющие собой сростки многочисленных кристаллов звезд­чатой формы (в плодах жимолости, в коре многих древесных расте­ний), и рафиды — игольчатые кристаллы, часто образующие пучки (в клетках мякоти плодов фуксии, листьев лилии). Все формы, кристаллов локализуются в вакуолях. Благодаря образованию кристаллов щавелевокислого кальция происходит нейтрализация щавелевой кислоты, обладающей ядовитыми свойствами.

Кроме щавелевокислого кальция, у некоторых растений (фи­кус, конопля) образуется у г л е к.и с л ы й кальций, который пропитывает выросты клеточной оболочки, вдающиеся в полость клетки. В результате получаются своеобразные гроздевидные об­разования — цистолиты.

Кристаллы, являясь конечным продуктом обмена веществ в клет­ке, как правило, тем или иным способом удаляются из организма.

Обычно они накапливаются в тех частях растения, которые со временем от него отделяются, — в листьях, плодах, наруж­ных слоях коры. Однако в некоторых слу­чаях кристаллы могут растворяться вновь и участвовать в обмене веществ, как это наблюдается в плодах апельсина и неко­торых других растений.

Смолы являются комплексными со­единениями, образующимися из углево­дов в процессе нормальной жизнедея­тельности клеток или в результате их разрушения, У одних растений смолы на­капливаются в виде капель в клетках, у других выделяются в окружающую среду. Будучи нерастворимыми в воде, смолы не пропускают влагу, они непроницаемы для микроорганизмов, обладают антисептическими свойствами.

В практической деятельности человека смолы применяются при изготовлении лаков, смазочных масел, в медицине. Особое значение имеет смола вымерших растений — янтарь.

Д у б и л ь н ы е (дубящие) вещества представляют собой сложные органические безазотистые вещества вяжущего вкуса. Они широко распространены среди высших растений, причем особенно богаты ими клетки коры деревьев (дуб, ель, ива), листья чая, семена кофе. Обладая антисептическими свойствами, дубильные вещества защищают растения от поражения различными микроор­ганизмами, иногда они могут использоваться в качестве запасных питательных веществ..

Дубильные вещества применяются в кожевенной промышлен­ности для дубления кож, а также в медицине как вяжущее средство.

4. Физиоло­гически активные вещества обусловливают нормальную жизнедея­тельность клетки и всего организма в целом. Они обладают специфи­ческим действием и неразрывно связаны с метаболизмом клетки. К этим веществам принадлежат ферменты, витамины, фитогормоны, антибиотики, фитонциды и ингибиторы. Все эти вещества выраба­тываются протопластом клетки.

Ферменты (энзимы) представляют собой сложные вещества белковой природы и являются биологическими катализаторами, присутствие которых необходимо для возбуждения и ускорения биохимических реакций, протекающих в клетке. Важнейшие, жиз­ненные процессы — дыхание, фотосинтез, синтез и распад белков и др. — могут совершаться только под воздействием определенных ферментов. Ферменты отличаются от неорганических катализато­ров высокой специфичностью, т. е. действие каждого фермента строго ограничено одним веществом или группой близких веществ. Специ­фичность действия ферментов является их важнейшим биологи­ческим свойством, без которого невозможен нормальный метаболизм клетки. Активность ферментов зависит от температуры, кислотности среды и от присутствия в окружающей среде различных веществ, усиливающих или подавляющих их каталитическое действие. В на­стоящее время известно свыше 800 различных ферментов.

Начало изучения ферментов относится к 1814 г., когда русский ученый К. С. Кирхгоф показал, что в прорастающем зерне имеется вещество, способное превращать крахмал в сахар. В дальнейших исследованиях ферментов большая роль принадлежит советским ученым А. И. Опарину, А. Л. Курсанову, Н. М. Сисакяну, Б. А. Ру­бину и другим, впервые начавшим изучать ферменты в живых ра­стениях и заложившим основу биологии ферментов.

Важным свойством ферментов является их способность сохранять активность вне живой клетки. На этом свойстве основано примене­ние ферментов в различных отраслях пищевой промышленности — хлебопечении, виноделии, производстве сахара, чая, какао, табака и др.

Витамины(НА ПРАКТИКЕ!!!) представляют собой органические вещества раз­ личной химической природы и почти исключительно растительного происхождения. Однако, несмотря на большое разнообразие, их объединяют в одну группу благодаря той исключительной роли, которую они играют в обмене веществ. Витамины, действующие в очень малых дозах, совершенно необходимы для нормальной жизнедеятельности как растительных, так и животных организмов. Хотя витамины не являются непосредственными источниками энер­гий, они вместе с ферментами регулируют энергетические изме­нения внутри клетки, а многие из них даже входят в состав фер­ментов.

В настоящее время известно несколько десятков различных витаминов, каждый из которых обладает специфическим действием. Так, витамин В₃ стимулирует рост корней, витамин С (аскорбиновая кислота) способствует прорастанию семян, регулирует дыхание и т. д. Однако значение витаминов для растений изучено еще недо­статочно. Гораздо больше сведений имеется о роли витаминов в жизнедеятельности животных организмов. Отсутствие витаминов в пище животных и человека вызывает тяжелые заболевания.

Основоположником учения о витаминах является русский уче­ный Н. И. Лунин, который еще в 1880 г. доказал необходимость витаминов для нормальной жизнедеятельности животных организ­мов. В результате дальнейшего изучения витаминов была установ­лена их химическая природа, что позволило организовать промыш­ленное производство большинства витаминов как из растительного сырья, так и синтетическим путем.

Гормоны, вырабатываемые протопластом растительной клетки, получили название ф и т о горм о нов. Они представляют собой группу веществ, способных усиливать различные физиологические процессы — рост, размножение, деление клеток и др. Наиболее изучены в настоящее время гормоны роста — ауксины, впервые исследованные Н. Г. Холодным. Ауксины усиливают доступ кисло­рода и приток питательных веществ к клеткам, расположенным в растущих частях растения, и таким образом создают оптимальные условия для ростовых процессов.

Наряду с ауксином, который вырабатывается клетками выс­ших растений, известны ростовые вещества, вырабатываемые низ­шими растениями — грибами. К таким веществам относится гиббереллин, выделенный из почвенных грибов Gibberella и Fusarium и обладающий совершенно исключительной и многосторонней физиологической активностью.

В настоящее время ростовые вещества получили широкое при­менение в практике сельского хозяйства. Синтетически получаемый гетероауксин используется для укоренения черенков, для борьбы с опадением бутонов и плодов, для повышения семенной продуктив­ности растений и т. д. Гиббереллин применяется для получения высо­корослых и сильно облиственных растений (соя, табак, конопля), повышения урожая овощных культур (томата, огурца, баклажана) и винограда. С помощью гиббереллинов удается прерывать период покоя у семян, спящих почек, клубней, ускорять цветение и плодоношение, вызывать образование бессемянных плодов. С по­мощью гиббереллина можно также превращать двулетние рас­тения (морковь, свекла, капуста) в однолетние, плодоносящие в 1-й год жизни.

Антибиотики и фитонциды — это особые вещества, которые вырабатываются в клетках растений и имеют для них за­щитное значение, предохраняя от поражения болезнетворными микро­организмами и другими паразитами. Принято называть бактерицид­ные вещества, образующиеся в клетках низших растений (грибов и некоторых бактерий),-антибиотиками, а аналогичные вещества, выделяемые клетками цветковых растений (лука, чеснока, чере­мухи и др.), — фитонцидами. Основоположником учения о фитон­цидах является советский ученый Б. П. Токин. Бактерицидные ве­щества обладают способностью оказывать губительное действие на различные микроорганизмы, убивая или сильно задерживая рост. Как фитонциды, так и антибиотики действуют избирательно, вследствие чего для одних организмов они весьма токсичны, тогда как для других—совершенно безвредны. Фитонциды некоторых растений обладают настолько сильным действием, что убивают насекомых и даже мелких млекопитающих. В настоящее время многие антибиотики получили широкое применение в медицине в качестве лечебных препаратов для борьбы с тяжелыми инфекцион­ными болезнями. Общеизвестны такие препараты, как пенициллин, стрептомицин, синтомицин и др., получаемые в большом количе­стве заводским путем.

В практике сельского хозяйства начинают применяться фитон­цидные препараты для борьбы с различными заболеваниями расте­ний. Так, например, протравливание зерен проса, зараженных пыльной головней, фитонцидами сарептской горчицы повышает урожай проса больше чем в 3 раза. Фитонциды репчатого лука, чеснока, цитрусовых губительно действуют на гриб фитофтору, поражающий картофель.

Ингибиторами называют вещества, подавляющие ак­тивность ферментов и таким образом способствующие торможению некоторых физиологических процессов, протекающих в растении. Тормозящее действие ингибиторов имеет большое биологическое значение. Благодаря ингибиторам при преждевременном потеп­лении ранней весной задерживается распускание почек. Ингибиторы обеспечивают период покоя растений, во время которого не проис­ходит прорастания клубней, семян и т. д.

5. Клеточный сок. Как уже отмечалось, растворимые про­дукты обмена веществ образуют водный раствор, называемый кле­точным соком. Он постепенно накапливается в вакуолях, и для взрослой, полностью дифференцированной клетки характерна одна круп­ная центральная вакуоль, объем которой часто почти равен объему всей клетки. Состав клеточного сока весьма разнообразен и в первую очередь зависит от вида растения. У большинства растений клеточ­ный сок имеет кислую реакцию, исключение составляют огурец, дыня и некоторые другие растения, у которых реакция клеточного сока щелочная.

Помимо веществ, рассмотренных выше (растворимые углеводы, белки, алкалоиды и др.), клеточный сок содержит различные кислоты, соли и пигменты. Из органических кислот чаще встреча­ются яблочная (в плодах яблони, малины, рябины, листьях табака), щавелевая (в листьях щавеля, кислицы, ревеня), винная (в плодах винограда, томата) и лимонная (в плодах лимона, смородины, кры­жовника, земляники). К органическим кислотам принадлежит также бензойная кислота, содержащаяся в плодах брусники и клюк­вы и обладающая способностью предохранять эти растения от различных болезней. Органические кислоты выполняют в клетках растений разнообразные физиологические функции, например уча­ствуют в процессе дыхания. Минеральные соли представлены в кле­точном соке нитратами, фосфатами, хлоридами и другими соединениями. Высоким содержанием нитратов отличаются крапива, щи­рица, картофель, подсолнечник, фасоль. В молодых частях расте­ний обычно накапливаются фосфаты — у лука, чеснока и др. Хлориды характерны для растений, произрастающих на засолен­ных почвах.

Наряду с пигментами пластид у растений известны пигменты клеточного сока, из которых наиболее распространены антоциан и антохлор, относящиеся к гликозидам. Особенностью антоциана является изменение его окраски в зависимости от кислотности среды: в нейтральной среде он фиолетовый, в щелочной — синий и в кислой — красный. Антоциан встречается во всех органах растений — корнях, листьях, цветках, плодах и в зависимости от его концентрации и особенностей организма может давать самые разнообразные окраски — от ярко-красных и синих до почти чер­ных. Часто присутствие антоциана в клетках связано с приспособ­лением растений к неблагоприятным условиям внешней среды и обес­печивает повышение зимостойкости растений. Антохлор встречается преимущественно в венчиках цветков, которым придает желтую окраску (у льнянки, георгина, коровяка и др.), а также в плодах некоторых цитрусовых.

Клеточный сок некоторых растений имеет белую (молочную) окраску, вследствие чего получил название млечного сока. Млечный сок (латекс) вырабатывается многими травянистыми и древесными растениями. Он представляет собой эмульсию или суспензию и содержит до 80 % воды, в которой находятся как за­пасные питательные вещества (сахара, белки, жиры), так и катаболиты (алкалоиды, гликозиды, смолы, дубильные вещества, а также каучук и гуттаперча). Часто в нем встречаются крахмальные зерна своеобразной формы. У некоторых растений млечный сок имеет, желтую (мак) или оранжевую (чистотел) окраску, что обусловлено присутствием различных пигментов. Млечный сок скапливается в специальных элементах — млечниках. Роль млечного сока в жизни растений отчасти связана с хранением питательных веществ, с за­щитой от поедания животными, однако значение его еще недостаточно выяснено.

Созревание семян и накопление сухого вещества

Запасные вещества семян (липиды, белки, крахмал) в основном синтезируются из углеводов, образующихся в процессе фотосинтеза в зеленых частях растения из СО₂ атмосферы и воды. Лишь азот, фосфор и другие минеральные элементы, необходимые для синтеза белков развивающегося растения и формирующихся семян, поступают из почвы.

Первым продуктом фотосинтеза является фосфорилированный моносахарид — фруктозо-6-фосфат. После образования он немедленно превращается в дисахарид — сахарозу, который является транспортной формой сахаров в растении.

Из фотосинтезирующих органов сахароза поступает в запасающие клетки семян и там полимеризуется в крахмал. Возникший на этой стадии крахмал называется ассимиляционным — он подвергается дальнейшим превращениям в зависимости от вида растения и химической природы запасных веществ.

Исходный материал, из которого построены органические соединения, поступает в семена из вегетативных органов растения. Движение ассимилятов из листьев и корней в семена, последующий синтез и отложение в запас веществ представляют собой сложные физиолого-биохимические процессы.

Исходные соединения для образования ацилглицеролов и других веществ, запасаемых в масличных растениях, поступают в виде растворов. Это подтверждается тем, что в органах растения до цветения и в первые периоды созревания накапливается значительное количество водорастворимых аминокислот и пептидов, углеводов и органических кислот. По мере созревания эти соединения переходят в семена. К концу созревания семян в стеблях и листьях масличных растений растворимые углеводы, как правило, почти полностью исчезают, содержание крахмала не превышает долей процента, резко уменьшается количество органических кислот.

В конце созревания семян происходит синтез запасных веществ из продуктов «раздревеснения», т. е. продуктов гидролиза полисахаридов стебля и соцветия, которые в виде подвижных углеводов поступают в семена. При сокращении процесса фотосинтеза из-за уменьшения поверхности листьев наблюдается также реутилизация белков. Их молекулы распадаются с образованием низкомолекулярных пептидов, которые поступают в семена и там включаются в резервные соединения. При отложении в запас синтезированные вещества переходят в наиболее химически инертные формы.

Фазы развития семян. В процессе формирования и созревания на растении семена проходят четыре основные фазы развития: эмбриональную, растяжения тканей, накопления запасных веществ и фазу созревания.

Эмбриональная фаза характеризуется интенсивным делением клетки тканей семян. Клетки состоят из протоплазмы, содержащей ядро, митохондрий, пластидов, элементов аппарата Гольджи и эндоплазматического ретикулума.

В фазе растяжения происходит наиболее интенсивный рост тканей семян. В конце фазы в цитоплазме каждой клетки образуются одна или несколько крупных вакуолей.

В фазе накопления запасных веществ в клетке создается аппарат для синтеза запасных веществ, эндоплазматический ретикулум поставляет белок в вакуоли, происходит отложение запасных веществ.

Фаза созревания завершается переводом зародыша семян в покоящееся состояние.

Между фазами отсутствуют четкие разграничения. Так, синтез у запасных веществ начинается еще в фазе растяжения клеток, а рост клеток, хотя и медленный, продолжается в фазе накопления запасных веществ.

Окончание фазы накопления запасных веществ соответствует достижению уборочной спелости семян, после чего семена и плоды можно использовать в качестве масличного сырья. Морфологически созревание семян к этому времени практически завершается. Однако физиолого-биохимические процессы протекают еще достаточно интенсивно и могут в зависимости от внешних условий привести к глубоким качественным изменениям в семенах.

Анатомические изменения семян при созревании. По мере созревания изменяется соотношение анатомических частей семян. Большую часть семени занимает зародыш — один или вместе с эндоспермом. В семенах многих масличных растений (льна, подсолнечника, арахиса, хлопчатника, горчицы) развитие эндосперма происходит лишь в определенном периоде созревания, а затем он почти полностью или частично поглощается зародышем.

Основная функция временно существующего эндосперма — накопление запасных липидов и белков для последующего формирования зародыша. В период деструкции тканей эндосперма происходит интенсивный рост зародыша и накопление в его клетках запасных соединений.

В семенах некоторых растений эндосперм сохраняется до конца созревания и составляет значительную часть объема семени. В этом случае основная функция эндосперма — снабжение питательными веществами зародыша при прорастании. В зрелых семенах клещевины и мака эндосперм составляет от 40 до 90 % общего объема семени.

Клеточное строение эндосперма и семядолей зародыша имеет некоторые различия. Клетки эндосперма крупнее клеток зародыша, с более мелкими межклетниками. Клетки эндосперма буквально забиты запасными веществами — липидными сферосомами и алейроновыми зернами, причем отложений запасных веществ в эндосперме больше, чем в зародыше.

Отложение запасных веществ в плодах и семенах детально прослежено у многих масличных растений. Рассмотрим накопление сухой массы в созревающих семенах подсолнечника.

Для учета разнокачественности семян соцветие подсолнечника условно разделим тремя концентрическими окружностями на три зоны — краевую, срединную и центральную, в зависимости от расположения семян в соцветии.

Наибольшее количество сухого вещества накапливается в семенах краевой и срединной зон. К началу уборки масса 1000 семян краевой и срединной зон подсолнечника возрастает в 4…5 раз. Общее накопление сухой массы семянок на растении происходит в основном за счет веществ этих двух зон. Семена центральной зоны накапливают меньше сухого вещества. К началу уборки прирост сухого вещества по всему соцветию достигает максимума и на этом практически останавливается.

В основных тканях семян сухое вещество нарастает интенсивнее, чем в покровных — плодовой и семенной оболочках. Из-за этого лузжистость семян в краевой и срединной зонах к началу уборки подсолнечника выше, чем в краевой. Но это характерно только для последних стадий созревания. На ранних этапах созревания лузжистость семян в срединной зоне выше, чем в краевой. Причина этого в том, что в процессе созревания масса ядер семян срединной зоны накапливается интенсивнее, чем в семенах краевой зоны.

Лузга (плодовая оболочка) семян краевой зоны более толстая и прочная, чем лузга семян других зон, что имеет существенное технологическое значение при отделении лузги от ядра.

Изменение влажности семян. Формирование семян сопровождается их непрерывным обезвоживанием. На начальных стадиях созревания в семенах содержится до 80 % воды, причем влажность семян различных зон соцветия различается незначительно, что свидетельствует о предельном насыщении клеточных структур водой.

На первых стадиях созревания в ядре семянок содержится больше влаги, чем в оболочке. Интенсивность непрерывного обезвоживания в этот период созревания не зависит от погодных условий. Влияние влажности воздуха на изменение скорости обезвоживания семян начинает проявляться только в последний период созревания, когда влажность семян уже невелика.

К моменту достижения семенами уборочной спелости влажность оболочки становится выше влажности ядра. Это соотношение сохраняется при дальнейшем хранении семян. Перераспределение влаги в процессе созревания между ядром и оболочкой является в первую очередь следствием преимущественного накопления в ядре гидрофобного масла. В оболочке гидрофобные вещества накапливаются менее интенсивно, поэтому к концу созревания лузга сохраняет большую способность к поглощению воды.

Аналогичная картина созревания семян характерна для других масличных растений.

НАКОПЛЕНИЕ ЛИПИДОВ

У всех масличных семян основную часть сухого вещества составляют липиды. На ранних стадиях формирования масличных семян только незначительная доля ассимилятов, поступающих в семена, идет на синтез липидов, а основная масса превращается и промежуточный продукт — ассимиляционный крахмал. На более поздних стадиях созревания семян крахмал превращается в липиды.

Микрохимические исследования созревающих масличных семян подтверждают представление о превращении веществ углеводной природы (крахмала) в липиды в клетках зародыша и эндосперма.

Клетки созревающих семядолей подсолнечника на ранних стадиях созревания заполнены крахмальными зернами разного размера в основном овальной формы. Некоторые зерна уже после первых дней созревания теряют гомогенность, и наряду с крахмалом в них появляются липиды. У отдельных крахмальных зерен липидная часть занимает небольшую часть зерна, у других объем крахмальной и липидной фаз примерно равны, а у некоторых остаются только следы крахмала. Такую же картину можно видеть в клетках созревающих семян горчицы, мака, льна.

У каждого вида масличного растения переход крахмала в липиды наблюдается после цветения в определенный период, который совпадает со временем, когда формирование и рост зародыша заканчиваются. В семенах горчицы, а также мака в зернах крахмала, уже начавших накапливать липиды, между крахмалом и липидами обнаруживается светлая зона. Она заполнена промежуточными продуктами превращения крахмала в липиды.

Скопление зерен крахмала, переходящего в липиды, наблюдается у ядра клетки, что позволяет предположить участие последнего в этом процессе. Сначала ядра клеток плотно окружены крахмальными зернами, затем в ближайших к ядрам зернах появляются переходные формы соединений крахмала с липидами, образуется промежуточная светлая зона. В конце процесса ядра плотно окружены липидными образованиями.

В клетках созревающих семян подсолнечника, горчицы, рапса, льна липиды появляются на 5…7-е сутки после окончания цветения. Первоначально липиды обнаруживаются в пластидах эпидермиса, а затем — и в пластидах других тканей зародыша. Одновременно с образованием липидов происходит интенсивное деление клеток зародыша. На 14-е сутки после окончания цветения деление клеток заканчивается и начинается освобождение пластид от липидов. Липиды выходят в цитоплазму, заполняя все свободное пространство клетки в виде липидных сферосом.

Накопление запасных липидов при созревании протекает в условиях высокой влажности семян (свыше 60 %), причем уровень влажности семян практически не зависит в этот период от погодных условий. Когда накопление липидов приближается к максимальному, начинается быстрое обезвоживание семян. В дальнейшем, до уборки, влажность семян колеблется в зависимости от погодных условий — влажности воздуха и его температуры.

Если по погодным условиям влажность созревающих семян снижается медленно, в семенах возможно развитие нежелательных процессов. Прежде всего это гидролитические процессы, сопровождающиеся расходованием запасных липидов (триацилглицеролов) с образованием свободных жирных кислот.

Если в начальной стадии созревания в липидном комплексе семян преобладают структурные липиды, то к концу созревания преобладающими становятся запасные липиды. Эта закономерность установлена для большинства масличных растений. Так, на ранних стадиях созревания в липидах соевых семян практически нет триацилглицеролов. В основном в этот период они состоят из гликолипидов и фосфолипидов. При дальнейшем созревании семян общее содержание липидов растет от 1 до 20 %, причем наиболее быстро увеличивается количество триацилглицеролов. Основные компоненты фосфолипидов в недозрелых семенах — фосфатидные кислоты, количество которых уменьшается с увеличением содержания фосфатидилхолина, фосфатидилэтаноламина и фосфатидилинозитола.

В созревающих масличных семенах накопление липидов — основного компонента быстро увеличивающегося сухого вещеетва протекает очень быстро. У подсолнечника, например, с первых дней созревания главную группу запасных липидов составляют триацилглицеролы. На ранних стадиях созревания им сопутствуют лоно- и диацилглицеролы и свободные жирные кислоты. Очень быстро содержание этих продуктов неполного синтеза триацилглицеролов снижается, а в липидном комплексе кроме триацилглицеролов остается относительно немного липидов других классов, в частности структурных. Это фосфолипиды, стерины и их эфиры, токоферолы, каротиноиды, хлорофиллы (феофитины) и воски. Структурные липиды обнаруживаются с первых дней созревания, и в дальнейшем их количество мало изменяется по сравнению с интенсивным накоплением триацилглицеролов.

В ходе созревания масличных семян изменяется содержание жирных кислот, входящих в состав триацилглицеролов. Так, в созревающих семенах подсолнечника преобладают жирные кислоты с 18 атомами углерода, в основном ненасыщенные — олеиновая и линолевая. Содержание этих двух кислот в созревших семенах составляет до 90 % от суммы жирных кислот. По мере роста масличности семян различных сортов относительное содержание олеиновой кислоты падает, поэтому триацилглицеролы высокомасличных сортов подсолнечника более ненасыщенные по сравнению с низкомасличными, у которых содержание линолевой кислоты ниже, хотя сумма названных кислот почти не изменяется.

В современных сортах высоколинолевого подсолнечника, возделываемых в южных районах страны, содержание линолевой кислоты в триацилглицеролах составляет свыше 60 % от общей суммы жирных кислот. В результате значительная часть триацилглицеролов подсолнечного масла является однокислотными, содержащими только линолевую кислоту, которая легче, чем олеиновая, подвергается окислительным воздействиям. В этом заключается одна из специфических особенностей высокомасличного подсолнечника, имеющая важное значение при технологической переработке. Повышенная химическая активность линолевой кислоты существенно снижает химическую стойкость подсолнечного масла к окислению при хранении, и изменение состояния линолевой кислоты является определяющим при оценке состояния всего липидного комплекса подсолнечных семян.

Оптимальные сроки уборки подсолнечных семян, определяемые по максимуму содержания триацилглицеролов и суммы липидов, в общем совпадают по времени с максимумом содержания линолевой кислоты в триацилглицеролах. Относительное содержание линолевой кислоты в семенах и триацилглицеролах является очень подвижным, быстро откликающимся на изменение качественного состояния семян. Изменения содержания двух важнейших кислот — олеиновой и линолевой — в семенах подсолнечника идут на такой стадии созревания семян, когда содержание свободных жирных кислот уже невелико и изменение степени ненасыщенности и превращение жирных кислот из С_18:1 в С_18:2 происходит уже в составе триацилглицеролов. В этот период в семенах уже сформированы отложения запасных липидов в сферосомах и изменение относительного соотношения олеиновой и линолевой кислот свидетельствует о подвижности отложенных в запас липидов.

Закономерности изменения липидного комплекса в созревающих семенах подсолнечника в общем справедливы для большинства масличных растений.

Синтез жирных кислот. В созревающих масличных семенах образование жирных кислот происходит в два этапа, протекающих последовательно. Первый — синтез пальмитиновой кислоты, второй — удлинение углеродной цепи пальмитиновой кислоты и ее дегидрирование (десатурация).

Синтез пальмитиновой кислоты. Суммарная реакция этого этапа синтеза следующая:

Ацетил-КоА + 7 малонил-КоА —> пальмитил-КоА + 8 КоА + + 7СО₂ + 6 Н₂О.

Эта реакция идет в цитоплазме (цитозоле) клетки; для осуществления необходима уксусная кислота, активированная коферментом А, в виде ацетил-КоА.

Ацетил-КоА образуется в матриксе митохондрии клеток при окислении пировиноградной кислоты — продукта распада углеводов в ходе гликолиза.

Ацетил-КоА не может самостоятельно пройти сквозь мембрану митохондрии. Это происходит только с помощью фермента переноса ацетильных групп через мембрану, работающую по типу челнока. Ацетил-КоА предварительно взаимодействует со щавелевоуксусной кислотой с образованием лимонной кислоты:

Лимонная кислота уже способна пройти сквозь мембрану митохондрии и перейти из матрикса в цитоплазму. В мембране митохондрии находится транспортный фермент, образующий трикар-боксилаттранспортирующую систему. Лимонная кислота образует комплекс с транспортным белком и в таком виде проходит через мембрану.

В цитоплазме клетки лимонная кислота реагирует с АТФ и KoA-SH, в результате чего образуются ацетил-КоА и щавелевоуксусная кислота. Затем щавелевоуксусная кислота возвращается в матрикс митохондрии, а из ацетил-КоА, АТФ, СО₂ и Н₂О образуется малонил-КоА.

Синтез пальмитиновой кислоты осуществляют семь ферментов, объединенных в мультиферментный комплекс — синтетазу жирных кислот. Молекулярная масса синтетазы около 400 кДа. Центральное место в этом комплексе занимает кофактор — ацил-переносящий белок (АПБ) с молекулярной массой 8847 Да.

Объединение ферментов в один комплекс ускоряет синтез жирной кислоты, так как последовательные этапы синтеза выполняются взаимосвязанными контактирующими ферментами.

Адилпереносящий белок — сложный белок, основу небелковой части которого — фосфопантетеиновой группы — составляет пантотеновая кислота.

Эта группа в молекуле белка присоединяется к полипептидной цепи АПБ по остатку серина.

С остатком серина фосфопантетеиновая группа образует как бы «подвижную руку», которая последовательно переносит синтезируемую жирную кислоту от активного центра первого фермента к активным центрам следующих.

В синтезе жирных кислот принимают участие две сульфгидрильные группы (—SH). Одна находится в небелковой части АПБ — в фосфопантетеинате, другая — в остатке цистеина полипептидной цепи белка. Сульфгидрильная группа в фосфопантетеинате обозначена ФП — SH, а в цистеине полипептидной цепи — HS—cys:

Остаток малонила всегда присоединяется к ФП—SH, а остаток ацетила — к HS-цистеину. Малонил и ацетил располагаются в пространстве очень близко друг к другу, это ковалентное связывание обеспечивает их взаимодействие в ходе синтеза:

Это первая реакция синтеза жирной кислоты — конденсация. Ацетильная группа вытесняет карбоксильную группу малонила в виде СО₂, которая присоединяется к ацетил-КоА и образует малонил-КоА.

В построении цепи углеродных атомов жирной кислоты СО₂ не участвует, а постоянно регенерируется в ходе синтеза и служит своего рода катализатором. Химический смысл отщепления СО₂ от малонила заключается в том, что в момент отщепления резко возрастает реакционная способность образующегося двууглеродного фрагмента, остающегося от малонила. Этот фрагмент очень быстро взаимодействует с ацетилом, образуя четырехуглеродный фрагмент — ацетоацетил.

Вторая реакция — 3-кетовосстановление.

Таким образом, бутирил становится на то место, которое в начале цикла занимал ацетил.

Следующий цикл синтеза начинается с присоединения малонил-КоА к АПБ (т. е. к HS—ФП-АПБ). Затем при реакции конденсации бутирил покидает Н-группу цистеина и замещает молекулу СО2 в малонил-S—АПБ. Образуется шестиуглеродная цепь, ковалентно связанная с SH-группой фосфопантетеината (HS-ФП). В ходе последующих трех реакций шестиуглеродная группа восстанавливается, дегидратируется, еще раз восстанавливается и после завершения цикла переносится на SH-группу цистеина.

После семи таких циклов образуется конечный продукт — пальмитиновая кислота (С_16:0)- Такая длинная углеродная цепь уже не может быть удержана «подвижной рукой» ацилпереносящего белка и отделяется от синтетазы.

В молекуле пальмитиновой кислоты семь двууглеродных фрагментов (из восьми) — остатки малонила. Остаток ацетила занимает 1-е положение от метального конца молекулы, с которого начинается синтез пальмитиновой кислоты.

Удлинение углеродной цепи пальмитиновой кислоты и ее дегидрирование. Происходит путем присоединения к карбоксильному концу молекулы двууглеродных единиц.

Масличные растения имеют две системы для удлинения углеродной цепи жирных кислот. Обе системы мультиферментные, напоминающие по строению и схеме действия синтетазу жирных кислот; катализируют многоэтапные процессы.

Ферментная система  локализована в цитоплазме клетки. Она осуществляет процесс:

Пальмитил-АП Б + Малонил-АПБ —> Стеароил-АПБ + СО₂.

Ферментная система С₁₈—>С₂₀ связана с мембранами эндоплазматического ретикулума. Способна удлинять как насыщенные, так и ненасыщенные жирные кислоты.

Процесс десатурации жирных кислот, в частности превращение стеариновой кислоты в олеиновую, катализируется десатуразами. В масличных растениях обнаружены десатуразы, которые вводят двойную связь в стеароил-АПБ. При этом образуется олеиновая кислота, двойная связь у которой расположена между 9 и 10-м атомами углерода. Жирная кислота присоединяется к ферменту карбоксильным концом так, что активный центр десатуразы не может оказаться ближе 9-го атома углерода.

Десатуразы обнаружены в липидных сферосомах созревающих семян клещевины. Субстратом для них являются производные АПБ — С_18:0. Для действия десатураз необходим молекулярный кислород и НАДФН + Н⁺ в качестве восстановителя.

В созревающих семенах подсолнечника в дневное время происходит преимущественный синтез С_16:0, С_18:0 и С_18:1, a С_18:2 синтезируется в основном ночью. Это легко объяснить, поскольку снабжение тканей созревающих семян атмосферным кислородом ночью усиливается при одновременном снижении расхода О₂ на дыхательный газообмен. Избыток кислорода в тканях семян в этом случае в большей мере расходуется на десатурацию жирных кислот.

Накопление в масличных семенах специфических жирных кислот вносит некоторые коррективы в рассмотренную схему. Так, для растений семейства Капустные характерен синтез эруковой и эйкозеновой кислот. В период максимального синтеза в семенах этих растений накапливаются кислоты С_18:1 и C_18:2. Затем синтез этих кислот уменьшается, а синтез эруковой и эйкозеновой усиливается. Это свидетельствует о том, что в семенах горчицы существуют два пути синтеза ненасыщенных кислот. Синтез триацилглицеролов. Для синтеза триацилглицеролов необходимы глицерол-3-фосфат и ацил-КоА.

Образование триацилглицеролов начинается с ацилирования свободных гидроксильных групп глицерол-3-фосфата двумя молекулами ацил-КоА с образованием фосфатидных кислот.

Затем фосфатидная кислота гидролизуется до диацилглицерола, который, реагируя с третьей молекулой ацил-КоА, образует триацилглицерол.

Образование триацилглицеролов в созревающих семенах можно проследить по изменению содержания в них свободных жирных кислот, т. е. кислотного числа масла (К. ч.).

У всех масличных семян К. ч. по мере созревания снижается. Например, в семенах подсолнечника наблюдается хорошо выраженная зависимость кислотного числа масла от степени их зрелости и местоположения в соцветии (увеличивается от периферии соцветия к центру). Снижение кислотного числа масла в созревающих семенах идет очень быстро и к концу созревания становится менее 1.

Синтез триацилглицеролов локализован в эндоплазматическом ретикулуме клетки, из цистерн которого в дальнейшем формируются липидные сферосомы, окруженные одинарными мембранами.

Синтез фосфолипидов. До стадии образования фосфатидных кислот синтез фосфолипидов не отличается от синтеза триацилглицеролов, но затем фосфатидные кислоты и цитидиновые нуклеотиды в эндоплазматическом ретикулуме клетки образуют цитидиндифосфатидилглицерол (ЦДФГ):

Цитидинфосфатная часть молекулы ЦДФГ является переносчиком фосфатидной кислоты. Далее цитидинмонофосфат (ЦМФ) вытесняется из молекулы соединением гидрофильной природы — холином, этаноламином, серином, инозитолом, образуя соответственно фосфатидилхолин, фосфатидилэтаноламин, фосфатидил-серин, или фосфатидилинозитол. Синтез фосфолипидов, как и синтез триацилглицеролов, локализован в эндоплазматическом ретикулуме клетки.

Синтез других липидов. Интенсивный биосинтез стеролов в созревающих семенах протекает в основном до достижения семенами фазы спелости (для семян подсолнечника он завершается в течение 30 сут после окончания цветения). Общее содержание стеролов в семенах возрастает в фазе роста на 13-е сутки после цветения. После этого оно остается постоянным, но в составе липидов снижается в период максимального маслообразования и затем до конца созревания практически не изменяется (табл.).

Изменение содержания стеролов в подсолнечнике сорта Передовик при созревании, % в пересчете на СВ

Дни после цветения	Липиды в ядре семян	Общие стеролы		Свободные стеролы		Стеролы, мг/1000 семян
		в масле	в семенах	в масле	в семенах	в масле	в семенах
6	7,7	0,272	0,021			1,49
13	35,3	0,745	0,263	0,648	0,229	37,20	32,39
20	61,4	0,489	0,300	0,413	0,253	79,82	67,32
30	65,7	0,456	0,300	0,418	0,275	128,94	118,19
41	65,2	0,496	0,323	0,381	0,248	168,83	129,63

Преобладают свободные стеролы, а остальные находятся в виде эфиров с жирными кислотами.

Биосинтез каротиноидов в растениях имеет много общего с биосинтезом стеролов. Эти соединения синтезируются из ацетил-КоА через мевалоновую кислоту, образующуюся в результате конденсации трех молекул ацетил-КоА и изопентилпирофосфата. Далее синтез стеролов и каротиноидов из изопентилпирофосфата осуществляется различными путями: стеролов — через стадию образования сквалена, каротиноидов — из изопентилпирофосфата.

Таким образом, в созревающих масличных семенах процессы биосинтеза триацилглицеролов, фосфолипидов, каротиноидов и стеролов взаимосвязаны. На первых этапах образуются преимущественно структурные липиды, а в период интенсивного синтеза липидов — триацилглицеролы.

НАКОПЛЕНИЕ БЕЛКОВ И ДРУГИХ АЗОТСОДЕРЖАЩИХ СОЕДИНЕНИЙ

Первичным источником соединений азота для живых организмов является азот атмосферы, переходящий в восстановительную форму или под действием азотфиксирующих бактерий, или при восстановлении нитратов удобрений.

Углеродная часть аминокислот образуется из глюкозы, аминогруппа — из восстановленной формы азота — аммиака, после его включения в органические соединения или из других аминокислот путем реакций переаминирования.

Аминокислоты поступают в семена из корней и листьев и являются исходным материалом для синтеза запасных белков и ферментов.

Начало синтеза запасных белков в созревающих семенах совпадает со снижением массовой доли влаги с 90 до 80 %. При дальнейшем обезвоживании (до 75 %) интенсивность синтеза запасных белков нарастает до максимума и затем постепенно ослабевает по достижении влажности в семенах 45…50 %. После этого синтез и отложение в запас белков в клетках семян практически прекращаются.

Как и при синтезе липидов, постепенное обезвоживание семян в период синтеза белков происходит в результате закономерных изменений метаболических процессов и мало зависит от содержания влаги в атмосфере, окружающей семена.

На начальных стадиях созревания семена сои содержат только 28-белки. Более высокомолекулярные белки (7S и 11S) образуются позже. К концу созревания в семенах высокомолекулярных 11 S-белков содержится уже до 70 % общей массы белков. В начале синтеза 78-белка сои (конглиценина) появляются относительно легкие субъединицы белка — α и β.

В созревающих семенах хлопчатника предшественники основного 11S-белка имеют молекулярную массу 67…70 кДа, а две преобладающие группы субъединиц запасных белков — соответственно 52 и 48 кДа.

Алейроновые зерна или белковые тела формируются различными путями — или на шероховатом эндоплазматическом ретикулуме, где образуются цитоплазматические белковые тела, или в вакуолях, где формируются вакуолярные белковые тела.

Цитоплазматические белковые тела возникают в процессе расширения и удлинения шероховатого эндоплазматического ретикулума. Вакуолярные белковые тела формируются в вакуолях клетки.

Отложение в запас белковых тел или алейроновых зерен в вакуолях заключается в последовательном осаждении химических компонентов из содержимого вакуолей в процессе созревания семян.

В период роста растительной клетки вакуоль занимает основную часть объема и в нее из цитоплазмы поступают продукты вторичного обмена, а также белки, которые сохраняются в вакуоли как запасные вещества. По мере обезвоживания вакуоли запасные белки откладываются в твердом состоянии, образуя алейроновые зерна. Сначала алейроновые зерна представляют собой заполненные жидкостью ячейки вакуоли, а затем по мере созревания семян теряют воду. При этом компоненты вакуолярного сока последовательно осаждаются в соответствии с их растворимостью. Одним из первых осаждается фитин, в виде глобоида. Образование глобоида начинается с компоновки отдельных частиц в циклические структуры, формирующие скелет глобоида. Затем идет «обрастание» глобоида снаружи белком и одновременное отложение фитина внутри глобоида. Далее начинают осаждаться молекулы наиболее труднорастворимых белков и образуется кристаллическая решетка кристаллоида. Заключительным этапом является формирование кристаллоида белка, после чего алейроновое зерно приобретает свою структуру. Запасание белков сопровождается образованием четвертичной структуры молекулы. После этого остатки вакуолярной жидкости, содержащей легкорастворимые белки, осаждаются на алейроновом зерне и превращаются в гомогенную цементирующую массу вокруг глобоида и кристаллоида.

В тканях одного семени белковые тела могут иметь как вакуолярное, так и ретикулярное происхождение, образуясь в последнем случае путем экструзии белков из эндоплазматического ретикулума.

Наличие в одной и той же запасной ткани семян двух типов белковых тел соответствует двум последовательным способам запасания белков. На первой стадии запасные белки накапливаются в вакуолях, которые быстро разделяются на части и дают начало первым белковым телам. На второй стадии одновременно с синтезом белков на шероховатом эндоплазматическом ретикулуме появляются расширения, заполняются белком и дают начало цитоплазматическим белковым телам.

НАКОПЛЕНИЕ УГЛЕВОДОВ

Синтез углеводов из неуглеводных предшественников обязательно проходит через стадию образования глюкозо-6-фосфата из гексозного продукта фотосинтеза.

Для синтеза трех важнейших углеводов: транспортной формы углеводов — сахарозы, запасного углевода — крахмала и структурного углевода клеточных стенок — целлюлозы — необходимы нуклеозиддифосфаты. Для синтеза сахарозы необходим уридиндифосфат (УДФ), для синтеза крахмала—аденозиндифосфат (АДФ), для синтеза целлюлозы — гуанозиндифосфат (ГДФ).

Предшественниками производных углеводов — цианогенных гликозидов являются углеводы и аминокислоты.

В семенах льна при синтезе линамарина связь аминокислоты включается неразрушенной.

Аналогично в растениях идет синтез других гликозидов.

НАКОПЛЕНИЕ МИНЕРАЛЬНЫХ ЭЛЕМЕНТОВ

В семенах масличных растений накапливается большое количество минеральных элементов. Общей закономерностью является преимущественное накопление макро- и микроэлементов основными тканями (ядром) семян.

Микроэлементы фосфор, калий, кальций, магний и ряд других входят в состав важнейших ферментных систем, ответственных за нормальное развитие нового растения при прорастании семян, а также за накопление запасных веществ в созревающих семенах. Фосфаты должны присутствовать в клетке постоянно, чтобы обеспечить биосинтез нуклеиновых кислот, энергетический обмен (образование АТФ) и синтез липидов.

Характер накопления фосфатов в созревающих подсолнечных семенах свидетельствует о том, что относительное и абсолютное содержание общего фосфата в семенах подсолнечника возрастает с момента окончания цветения до полного их созревания (табл.).

Накопление соединений фосфора в созревающих подсолнечных семенах, мг Р

₂О₅ в 1000 семенах

Соединение фосфора	Период с момента окончания цветения, сут
	1	5	10	16	21	26	32
Фосфор
общий	91,1	191,5	454,5	613,3	718,9	1031,9	1095,1
белковый	15,6	37,9	44,9	56,2	36,1	36,9	51,6
Минеральные фосфаты	42,6	73,7	81,1	66,0	56,9	53,7	43,1
Сахаро- и глицерофосфаты	26,8	66,6	120,1	94,6	73,1	87,4	77,8
Фитин	Следы	Следы	182,7	367,1	523,9	811,9	884,0
Фосфолипиды
свободные	1,9	6,4	12,5	7,6	4,1	1,9	2,0
связанные	4,2	6,9	13,2	22,8	24,8	36,8	36,6

В начале созревания в семенах накапливаются следующие основные фосфорные соединения: минеральные фосфаты, сахаро- и глицерофосфаты.

Фосфор запасается в виде фитина — кальций-магниевой соли инозитгексафосфорной кислоты. Характер накопления фитина в созревающих семенах свидетельствует о том, что он является запасным веществом наряду с липидами и белками. При созревании фитин, как и другие запасные вещества, является конечным продуктом синтеза и используется только при прорастании семян.

С другой стороны, фитин «выводит» из метаболизма фосфор, активирующий в виде АТФ и аналогичных соединений молекулы исходных веществ для синтеза крахмала, липидов и белков, из других процессов биосинтеза, переводя его в инертную кальций-магниевую соль инозитгексафосфорной кислоты. Этим регулируется активность метаболических процессов при созревании семян. Связывание фосфора при образовании фитина уменьшает энергетический потенциал семян и приводит к постепенному затуханию обмена в созревающих семенах. Как было отмечено ранее, фитин в алейроновых зернах образует с белком связи типа глобоид — кристаллоид. Можно предположить, что фитин взаимодействует таким же образом с ферментами, снижая их активность.

Наибольшее количество калия обнаружено в тех органах и тканях, где происходит интенсивный обмен веществ. Как показали исследования, у подсолнечника содержание калия в плодовой оболочке семян (лузге) выше, чем в ядре.

Содержание Na₂О в золе плодовой оболочки непостоянно и колеблется в пределах 0,58…3,66 %.

Сумма СаО и MgO за период созревания возросла от 16,55 до 32,8 % от массы золы.

При созревании семян относительное содержание минеральных элементов снижается вследствие интенсивного накопления запасных веществ, содержащих зольные элементы в относительно небольших количествах.

Введение в биологию (VIa) — caenogenesis — LiveJournal

Тема VI
УГЛЕВОДЫ (продолжение)

Все углеводы делятся на моносахариды (простые сахара), олигосахариды (цепочки, содержащие от 2 до 10 моносахаридных остатков) и полисахариды (полимеры, в которых число моносахаридных остатков может достигать многих тысяч). Один из самых известных полисахаридов — крахмал, представляющий собой длинную цепь остатков глюкозы, соединенных гликозидными связями. Это важнейшее запасное вещество у растений.

Животный аналог крахмала — гликоген, тоже важный запасной углевод. У нас он накапливается в первую очередь в печени и в случае надобности быстро расщепляется до мономеров глюкозы, которые уходят в кровь. Гликоген тоже состоит из остатков глюкозы, соединенных гликозидными связями. Серьезное отличие гликозидных связей, например, от пептидных — в том, что образованный с их помощью полимер может гораздо легче ветвиться. «По умолчанию» гликозидная связь образуется между гидроксилами 1-го и 4-го атомов углерода глюкозы (1-4-гликозидная связь), и тогде получается линейная цепочка. Но в глюкозе есть и другие гидроксилы, между которыми образование гликозидной связи тоже запросто возможно. На 1-6-гликозидной связи полимерная цепочка обычно как раз и разветвляется. В гликогене такое ветвление выражено сильнее, чем в крахмале, хотя оно есть и там и там.

Цвета на этой картинке, на самом деле, никакого значения сейчас не имеют, она просто красивая. Это — структура гликогена. Зеленым тут обозначен остаток глюкозы, с которого начинается боковая цепь, красным — концевые остатки, ну а все остальное нам сейчас уже должно быть понятно и так.
Совершенно особый интерес представляют полисахариды, участвующие в образовании клеточных стенок. Ни в коем случае нельзя путать клеточную стенку с клеточной мембраной! Клеточная стенка — это внеклеточная структура, состоящая из полимеров, расположенная снаружи от мембраны и заключающая в себе клетку целиком (не считая отверстий, обеспечивающих межклеточные контакты, если организм многоклеточный). Клеточная стенка может состоять из целлюлозы (у растений), из хитина (у грибов), из сложных полимеров, в состав которых входят углеводы и аминокислоты (у бактерий) или из белков (у архей). У некоторых организмов, например у животных, клеточных стенок нет вообще — это позволяет их клеткам легко менять форму.

Основной компонент клеточных стенок растений — целлюлоза — это полимер глюкозы, так же как и крахмал. Но, в отличие от крахмала, она состоит не из α-глюкозы, а из β-глюкозы. Кроме того, молекулы целлюлозы не ветвятся. Образующиеся между остатками β-глюкозы β-гликозидные связи — на схеме молекулы целлюлозы они выглядят зигзагообразными — гораздо прочнее α-гликозидных и расщепляются только очень немногими ферментами. Например, никто из животных, питающихся растениями, не может самостоятельно переваривать целлюлозу; тем, кто берется ее усваивать, приходится заводить для этой цели симбионтов-бактерий, у которых есть нужный фермент — целлюлаза (Гиляров, 2008).

Растительная клеточная стенка может быть гораздо толще мембраны. Если растение многоклеточное, то между клетками обычно есть плазмодесмы — проходящие сквозь отверстия в клеточных стенках цитоплазматические мостики (цитоплазмой называется все внутреннее содержимое клетки, кроме ядра). Через плазмодесмы растительные клетки общаются и обмениваются разными веществами.
На самом деле клеточная стенка растений вовсе не состоит из чистой целлюлозы. Во-первых, в нее еще входят короткие ветвящиеся полимеры, включающие не только глюкозу, но и другие моносахариды (эти полимеры собирательно называются гемицеллюлозами), а во-вторых — некоторые структурные белки. Целлюлоза вместе с гемицеллюлозами и белками образует сложную сеть, усиленную к тому же водородными связями — между длинными молекулами целлюлозы, в которых много гидроксильных групп, они возникают очень легко.

С точки зрения жизни на Земле в целом самая интересная составляющая клеточной стенки растений — это лигнин. Он не имеет никакой общей формулы. Лигнин — сложный полимер, сшитый из нескольких разновидностей спиртов с ароматическими ядрами и углеводородными цепочками. Все мономеры лигнина синтезируются из аминокислоты фенилаланина, которая превращается сначала в коричную кислоту — вещество, входящее в состав масла корицы, — а потом в разнообразные спирты (на схеме показаны только два из них):

Образование лигнина — признак сосудистых растений, то есть папоротников, плаунов, хвощей, хвойных и цветковых. Это эволюционное «изобретение», сделанное только после выхода растений на сушу, и то далеко не сразу. Дело в том, что лигнин придает клеточным стенкам огромную механическую прочность. Он необходим, чтобы сделать ствол наземного растения высоким, вплоть до многометрового, и создать транспортную систему из микроскопических трубочек, качающую воду на всю эту высоту. Именно с «изобретением» биосинтеза лигнина связано одно из крупнейших событий, поменявших лик Земли — появление лесов (Еськов, 2000).
Кроме того, появление лигнина сильно изменило глобальный круговорот углерода. Тут дело в том, что лигнин с его разнообразными мономерами и перепутанными химическими связями исключительно неподатлив к действию ферментов. Поэтому растительной тканью, в которой много лигнина, почти невозможно питаться. Из всех земных живых организмов эффективно разлагать лигнин «научились» только грибы, причем не все и не сразу (Robinson, 1990). Именно они и стали разрушителями мертвых деревьев. До этого вся огромная биомасса лигнифицированной древесины просто захоранивалась как есть, создавая залежи каменного угля, в честь которых получил название целый геологический период — каменноугольный, или карбон.

Карбоновые леса непрерывно вели фотосинтез и выделяли в атмосферу огромное, немыслимое в более ранние эпохи количество кислорода, который не расходовался на окисление стволов погибших деревьев, потому что перерабатывать их было еще некому. В результате доля кислорода в атмосфере достигла уникальной в истории Земли цифры 35% (Beerling et al., 2002). Как известно, современная атмосфера Земли содержит «всего» 21% кислорода. На самом деле по космическим меркам и это очень много, но в карбоне было в полтора раза больше. Связано это именно с тем, что огромная биомасса стволов деревьев со всеми содержащимися там полимерами не съедалась никакими живыми существами, в отличие от современной ситуации, когда упавшие стволы измельчаются насекомыми, перерабатываются грибами и в итоге их углеродные соединения окисляются дыханием до углекислого газа (CO₂) — при этом расходуется кислород (O₂), а углекислый газ уходит в атмосферу. А вот до той биомассы, которая успела захорониться в виде каменного угля до возникновения эффективных деструкторов, биосфера смогла «добраться» только с появлением человека, который неутомимо откапывает каменный уголь и жжет его. Процессы дыхания и горения описываются одним и тем же суммарным уравнением: C₆H₁₂O₆ (глюкоза) + 6O₂ → 6CO₂ + 6H₂O. Так что в итоге получается тот же самый углекислый газ, из которого фотосинтезирующие организмы (то есть растения) могут заново создать более сложные углеродные соединения, пригодные для построения тел живых существ.

Еще один очень распространенный в природе полисахарид — хитин, из которого состоят клеточные стенки грибов и наружные панцири очень многих многоклеточных животных. Это полимер, во многом похожий на целлюлозу. Он тоже состоит из остатков β-глюкозы, но только модифицированных. Хитин — азотсодержащий полисахарид. Его мономер — строго говоря, не глюкоза, а ацетилглюкозамин, производное глюкозы, где ко 2-му атому углерода вместо гидроксила присоединена аминоацетильная группа -NH-CO-CH₃.

В состав клеточных стенок бактерий входят еще более сложные азотсодержащие производные глюкозы, к которым дополнительно ковалентно «пришиты» цепочки аминокислот. Такой многокомпонентный полимер называется пептидогликаном. Запоминать детали тут не имеет никакого смысла, единственное, что стоит обязательно отметить — в состав пептидогликанов входят не только L-, но и D-аминокислоты. Это тот редкий случай, когда D-аминокислоты в живых организмах все-таки встречаются. Пептидные цепочки, входящие в пептидогликан — именно пептиды, но не белки.

Со времен работавшего еще в XIX веке ученого-медика Ганса Христиана Грама (Hans Christian Joachim Gram) бактерий делят на грамположительных и грамотрицательных, в зависимости от того, окрашиваются ли они определенным химическим методом, который Грам изобрел. Чем они отличаются по строению клеток — показано на картинке; из еще не встречавшихся нам слов здесь стоит пояснить липопротеин (белок с липидной частью), липотейхоевую кислоту (спиртовой полимер, связанный с липидами) и порины — транспортные белки, создающие в мембране как бы поры для воды и растворенных в ней мелких молекул. Но эти детали не должны заслонять от нас интереснейшую проблему. У грамположительных бактерий снаружи от мембраны находится толстая пептидогликановая клеточная стенка — в этом плане их клетка похожа, скажем, на растительную, не считая того, что материал клеточной стенки другой. А вот у грамотрицательных бактерий есть две полноценные билипидные мембраны — внутренняя и наружная — и относительно тонкая пептидогликановая клеточная стенка между ними! Так не устроены никакие другие клетки. Есть гипотеза, что первые на Земле живые организмы были именно грамотрицательными бактериями, и только у их потомков вторая — наружная — мембрана исчезла (Cavalier-Smith, 2006). Независимо от того, верна эта гипотеза или нет, эволюционный зигзаг тут получился очень занятный.

Каковы функции крахмала в клетках растений?

Когда растение поглощает углекислый газ из атмосферы и получает достаточное количество солнечного света и воды, хлоропласты в клетках растения превращают реагенты, воду и углекислый газ, в кислород и глюкозу. Глюкоза хранится в тканях растения для получения пищи и энергии. По сути, это процесс фотосинтеза. Глюкоза часто хранится в растениях в виде крахмала, который состоит из молекул глюкозы, связанных в длинные цепи.

TL; DR (слишком долго; не читал)

Растения превращают источники энергии из окружающей среды в долговечное топливо: крахмал.

Значение

Производители пива и виски используют свои знания о разложении и ферментации крахмала в зернах злаков для производства своей продукции.

Растения должны вырабатывать крахмал для хранения энергии для клеточного метаболизма. С другой стороны, человеческие тела не синтезируют крахмал. Когда человек ест крахмалистый растительный материал, часть крахмала распадается на глюкозу для получения энергии: любой неиспользованный остаток поглощенной энергии сохраняется в виде жировых отложений.

Функция

Когда растительной клетке требуется энергия для клеточного процесса, она высвобождает ферменты для разрушения части крахмальной цепи. Когда крахмал в растительных клетках разлагается, углерод высвобождается для использования в производстве сахарозы. В то же время произведенный углерод позволяет клеткам продолжать расти и поддерживать себя.

Хранение

У некоторых растений крахмал хранится в клеточных органеллах, называемых амилопластами. Некоторые корни и зародыши растений в виде семян и фруктов также служат хранилищами крахмала.Клетки в листьях растений производят крахмал в присутствии солнечного света.

Идентификация

Чтобы проверить наличие крахмала, нанесите настойку йода на поверхность среза фрукта или овоща. Чтобы проверить твердые части растений, такие как листья и стебли, измельчите их пестиком в ступке. Затем используйте капли настойки йода, добавленные в пробирку, содержащую измельченные части растения и сок. Если в соках растений присутствует крахмал, йод изменит цвет с темно-коричневого на темно-синевато-пурпурный или черный.

Потенциал

После сбора урожая глюкоза в зернах кукурузного початка со временем превращается в крахмал, в результате чего кукуруза теряет свой вкус. Каждый год производятся новые гибриды сладкой кукурузы, которые позволяют зернам кукурузного початка сохранять сладость в течение более длительного периода после сбора.

Исследователи-генетики изучают способы повышения качества и количества крахмала в растительных клетках. В пищевой промышленности по-прежнему наблюдается большой спрос на растительный крахмал, используемый в таких продуктах, как кукурузный сироп с высоким содержанием фруктозы и других пищевых продуктах.

Ученые изучают способ построения стенок растительных клеток. Они надеются генетически изменить растения, чтобы целлюлозу из ранее непригодных для использования частей растений, таких как кукурузная шелуха и стебли, можно было ферментировать для производства этанола. Это снизит потребность в использовании растительного крахмала в этаноле и может снизить его стоимость.

Амилопласты — обзор | ScienceDirect Topics

4 Формирование и увеличение немутантных гранул

Растительные клетки имеют несколько типов пластид, таких как пропластиды, хлоропласты, хлорамилопласты, хромопласты и амилопласты, в зависимости от вида и тканей.Badenhuizen ¹⁷ утверждал, что, хотя некоторые пластиды не образуют крахмал в естественных условиях, все они могут быть индуцированы к образованию крахмала путем плавания кусочков ткани в растворе сахара. Хотя крахмал может вырабатываться в различных пластидах при добавлении сахара, хлоропласты и амилопласты являются основными местами накопления крахмала в природе. Переходный крахмал вырабатывается в хлоропластах днем ​​и мобилизуется ночью. В течение продолжительных световых периодов количество мелких гранул в хлоропласте увеличивается, но размер гранул остается относительно небольшим. ¹⁷ Контроль синтеза и разложения крахмала в хлоропластах обсуждается в разделе 3.6.

Резервный или запасной крахмал накапливается в специализированных лейкопластах, называемых амилопластами, а иногда и в хлорамилопластах. Амилопласты — это органеллы, ограниченные двойной мембраной, которые развиваются из пропластидов. Duvick ¹⁶⁰ изучал раннее развитие пластидов и крахмала в клетках эндосперма кукурузы. Он описал небольшие нити, которые образовывали выступы в клетках эндосперма кукурузы.Затем, по его словам, внутри выступов филаментов образовались гранулы крахмала. Основываясь на наблюдениях под электронным микроскопом, ^17,151,161 филаменты, обнаруженные в живых клетках Duvick ¹⁶⁰ , по-видимому, являются пропластидами, развивающимися в амилопласты (нити с выступами). Пропластиды и молодые амилопласты на фиксированных участках имеют очень неправильную форму и, вероятно, принимают различные формы (амебоидные) в живой клетке. ¹⁶¹

Было показано, что внутренняя мембрана молодых амилопластов ячменя ¹⁵¹ и кукурузы ^161,162 широко инвагинирована с образованием канальцев, пластинок стромы или пузырьков.Badenhuizen ¹⁶² заметил, что гранулы крахмала образуются в «карманах», образованных пластинчатой ​​структурой. Он предположил, что эти карманы необходимы для инициации образования гранул крахмала, возможно, путем стимулирования локально повышенных концентраций ферментов и субстратов. Внутренняя мембрана хлоропластов содержит специфические транслокаторы, необходимые для переноса метаболитов между стромой хлоропласта и цитозолем. ^163,164 На основании сходства хлоропластов и амилопластов предполагается, что внутренняя мембрана амилопластов также участвует в регуляции переноса метаболитов.Таким образом, инвагинации внутренней мембраны, указанные выше, могут эффективно увеличивать площадь поверхности мембраны и, возможно, обеспечивать более эффективный перенос субстрата в амилопласты. ¹⁵¹

Tandecarz et al. ¹⁶⁵ рассмотрены данные за несколько лет, подтверждающие вывод о том, что биосинтез крахмала включает специфическое инициирующее событие, опосредованное UDP-Glc: протеинтрансглюкозилазой (UPTG) (EC 2.4.1.112), полипептидом с молекулярной массой 38000. UPTG, которому почти абсолютно необходим Mn ²⁺ , является активным ферментом и в то же время акцептором глюкозила.Полученный глюкозилированный полипептид служит глюкозильным праймером, необходимым для удлинения полимера за счет действия синтазы крахмала.

Предполагается, что инициация и удлинение полисахарида крахмала происходят в строме амилопласта. Строма (основное вещество) амилопластов при электронно-микроскопическом исследовании кажется однородным. ^17,161 Однако Badenhuizen ^17,18,162 обнаружил гранулярные частицы в строме амилопласта ткани, зафиксированные в перманганате калия.Хотя наблюдаемая зернистая структура могла быть артефактом, вызванным процедурой фиксации, она действительно показывала присутствие материала в строме, который накапливался в амилопластах, а затем уменьшался с образованием гранул крахмала. ¹⁸ Накопление и уменьшение этих частиц также происходило во время роста гранул крахмала. ¹⁸ Badenhuizen ¹⁸ назвал эти частицы коацерватными каплями и предположил, что они прикрепляются к периферии гранулы крахмала.Он пришел к выводу ^17,18 , что молекулы крахмала продуцируются в строме амилопласта, а затем завершенные молекулы становятся частью растущих гранул крахмала. Шеннон и др. ¹⁶⁶ подвергали растения кукурузы воздействию ¹⁴ CO ₂ и определяли распределение ¹⁴ C в амилозных и амилопектиновых компонентах крахмала через 1-6 часов. Они обнаружили, что удельная активность ( ¹⁴ C / мг полисахарида) амилозы и амилопектина увеличивалась с одинаковой скоростью, и что радиоактивность распределялась по молекулам полисахарида.Они пришли к выводу, что эти данные подтверждают предположение Баденхейзена ^17,18 о том, что молекулы крахмала полностью синтезируются в строме амилопласта, а затем откладываются на поверхности гранул. После того, как полисахариды стали частью гранулы, не было доказательств последующего превращения амилозы в амилопектин. ¹⁶⁶ Это противоречит выводам, сделанным на основе долгосрочных исследований ¹⁴ C-мечения пшеничного крахмала. ^167,168 В результате этих исследований оказалось, что сначала синтезируется амилоза, а затем превращается в амилопектин.Эти различия могут быть связаны с использованием разных видов или с сильно различающимся временем отбора проб.

NaCl улучшает воспроизводство за счет увеличения накопления крахмала в семязачатках эухалофита Suaeda salsa | BMC Plant Biology

1.

Маннс Р. Сравнительная физиология солевого и водного стресса. Plant Cell Environ. 2002. 25 (2): 239–50.

CAS PubMed Статья Google Scholar

2.

Ренгасами П.Мировое засоление с акцентом на Австралию. J Exp Bot. 2006. 57 (5): 1017–23.

CAS PubMed Статья Google Scholar

3.

Флауэрс Т.Дж., Колмер ТД. Толерантность к засолению у галофитов. Новый Фитол. 2008: 945–63.

4.

Koyro HW. Изучение потенциальных галофитов товарных культур с помощью системы быстрой проверки: определение порога устойчивости к засолению и экофизиологических требований. В: Lieth H, Mochtchenko M (ред.).Галофиты товарных культур: недавние исследования. Задачи для науки о растительности. Дордрехт: Спрингер; 2003; 38: 5–17.

5.

Koyro HW. Влияние засоления на рост, фотосинтез, водные отношения и состав растворенных веществ галофита потенциальной товарной культуры Plantago coronopus (L.). Environ Exp Bot. 2006. 56 (2): 136–46.

CAS Статья Google Scholar

6.

Ochiai N, Tokai T, Nishiuchi T., Takahashi-Ando N, Fujimura M, Kimura M.Участие осмосенсорной гистидинкиназы и протеинкиназ, активируемых осмотическим стрессом, в регуляции вторичного метаболизма у Fusarium graminearum . Биохим Биоф Рес Ко. 2007; 363 (3): 639–44.

CAS Статья Google Scholar

7.

Раймонд М.Дж., Смирнов Н. Метаболизм и транспорт пролина в проростках кукурузы при низком водном потенциале. Энн Бот. 2002. 89 (7): 813–23.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

8.

Родс Д., Хэнсон А. Соединения четвертичного аммония и третичного сульфония в высших растениях. Энн Рев Плант Биол. 1993. 44 (1): 357–84.

CAS Статья Google Scholar

9.

Таттини М., Гуччи Р., Романи А., Балди А., Эверард Дж. Д.. Изменения неструктурных углеводов в листьях оливы ( Olea europaea ) при стрессе засоления корневой зоны. Physiol Plantarum. 1996. 98 (1): 117–24.

CAS Статья Google Scholar

10.

Кеунен Э., Пешев Д., Вангронсвельд Дж., Ван Ден Энде В., Кайперс А. Растительные сахара играют решающую роль в окислительной проблеме во время абиотического стресса: расширение традиционной концепции. Plant Cell Environ. 2013; 36 (7): 1242–55.

CAS PubMed Статья Google Scholar

11.

Хан Н, Шао Кью, Лу СМ, Ван Б.С. Активность тонопласта V-H ⁺ -АТФазы листа галофита С ₃ Suaeda salsa усиливается солевым стрессом в Са-зависимом режиме.J. Plant Physiol. 2005. 162 (3): 267–74.

CAS PubMed Статья Google Scholar

12.

Маннс Р., Тестер М. Механизмы солености. Annu Rev Plant Biol. 2008; 59: 651–81.

CAS PubMed Статья Google Scholar

13.

Qiu N, Chen M, Guo J, Bao H, Ma X, Wang B. Координированная активация антипортера VH ⁺ -АТФазы и вакуолярного Na ⁺ / H ⁺ в качестве ответа к обработке NaCl в галофите C ₃ Suaeda salsa .Plant Sci. 2007. 172 (6): 1218–25.

CAS Статья Google Scholar

14.

Ван Б., Люттге У., Ратайчак Р. Специфическая регуляция изоформ СОД с помощью NaCl и осмотического стресса в листьях галофита С ₃ Suaeda salsa L.J. Plant Physiol. 2004. 161 (3): 285–93.

CAS PubMed Статья Google Scholar

15.

Ян М.Ф., Сонг Дж., Ван Б.С.Органоспецифические ответы вакуолярной H ⁺ -АТФазы в побегах и корнях галофита C ₃ Suaeda salsa на NaCl. J Integr Plant Biol. 2010. 52 (3): 308–14.

CAS PubMed Статья Google Scholar

16.

Такур П., Кумар С., Малик Дж. А., Бергер Дж. Д., Найяр Х. Влияние холодового стресса на репродуктивное развитие зерновых культур: обзор. Environ Exp Bot. 2010. 67 (3): 429–43.

CAS Статья Google Scholar

17.

Sage TL, Bagha S, Lundsgaard-Nielsen V, Branch HA, Sultmanis S, Sage RF. Влияние высокотемпературного стресса на мужское и женское размножение растений. Field Crop Res. 2015; 182: 30–42.

Артикул Google Scholar

18.

Шеоран И.С., Сайни Х.С. Вызванная засухой мужская стерильность риса: изменения уровня углеводов и активности ферментов, связанные с ингибированием накопления крахмала в пыльце. Половое растение Reprod. 1996; 9 (3): 161–9.

Артикул Google Scholar

19.

JJedmowski C, Ashoub A, Momtaz O, Brüggemann W. Влияние засухи, жары и их комбинации на флуоресценцию хлорофилла и урожай дикого ячменя ( Hordeum spontaneum ). J Bot. 2015; 2015: 1–9.

20.

Фарук М., Гогои Н., Бартакур С., Бароова Б., Бхарадвадж Н., Альгамди С.С., Сиддик К. Стресс засухи в зерновых бобовых во время размножения и налива зерна. J Agron Crop Sci.2017; 203 (2): 81–102.

Артикул Google Scholar

21.

Хатун С., Риццо С., Флауэрс Т. Генотипические вариации во влиянии засоления на плодородие риса. Почва растений. 1995. 173 (2): 239–50.

CAS Статья Google Scholar

22.

Парвин К., Ахамед К.Ю., Ислам М.М., Хак М.Н., Хор П.К., Сиддик М.А., Рой И. Репродуктивное поведение томатов в засоленных условиях с экзогенным применением кальция.Mid East J Sci Res. 2015; 23: 2920–6.

CAS Google Scholar

23.

Бэби Т., Коллинз С., Тайерман С.Д., Гиллихэм М. Соленость отрицательно влияет на рост пыльцевых трубок и завязывание плодов виноградных лоз и не смягчается кремнием. Am J Enol Viticult. 2016; 67 (2): 218–28.

CAS Статья Google Scholar

24.

Onyemaobi I, Liu H, Siddique KH, Yan G. Нарушение функции мужчин и женщин способствует снижению урожайности в условиях водного стресса во время мейоза у мягкой пшеницы.Фронтальный завод им. 2017; 7: 2071.

PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

25.

Куартеро Дж., Фернандес-Муньос Р. Помидоры и соленость. Scientia Hortic. 1998. 78 (1–4): 83–125.

Артикул Google Scholar

26.

Хатун С., Флауэрс Т. Влияние засоления семян в рис. Plant Cell Environ. 1995. 18 (1): 61–7.

Артикул Google Scholar

27.

Плакетт А.Р., Томас С.Г., Уилсон З.А., Хедден П. Гиббереллин. Контроль за развитием тычинок: плодородное поле. Trends Plant Sci. 2011; 16 (10): 568–78.

CAS PubMed Статья Google Scholar

28.

Guo J, Li Y, Han G, Song J, Wang B. NaCl заметно улучшил репродуктивную способность эухалофита Suaeda salsa . Funct Plant Biol. 2018; 45 (3): 350–61.

CAS PubMed Статья Google Scholar

29.

Ventura Y, Sagi M. Выращивание галофитов: пример Salicornia и Sarcocornia . Environ Exp. 2013; 92: 144–53.

Артикул Google Scholar

30.

Григоре М.Н., Боскайу М., Ллинарес Дж., Висенте О. Смягчение индуцированного солевым стрессом ингибирования репродуктивного развития Plantago crassifolia с помощью дополнительных кальций или магния. Не Бот Хорти Агробо. 2012. 40 (2): 58–66.

CAS Статья Google Scholar

31.

Ашраф М., Харрис П.Дж. Фотосинтез в стрессовой среде: обзор. Photosynthetica. 2013. 51 (2): 163–90.

CAS Статья Google Scholar

32.

Silva EN, Ribeiro RV, Ferreira-Silva SL, Vieira SA, Ponte LF, Silveira JA. Координированные изменения фотосинтеза, накопления сахара и антиоксидантных ферментов улучшают продуктивность растений Jatropha curcas при стрессе засухи. Биомасса Биоэнергетика.2012; 45: 270–9.

CAS Статья Google Scholar

33.

Амирджани MR. Влияние солевого стресса на рост, содержание сахара, пигменты и ферментативную активность риса. Int J Bot. 2011; 7 (1): 73–81.

CAS Статья Google Scholar

34.

Boriboonkaset T, Theerawitaya C, Yamada N, Pichakum A, Supaibulwatana K, Cha-um S, Takabe T, Kirdmanee C. Регулирование некоторых генов, связанных с углеводным обменом, содержания крахмала и растворимого сахара, фотосинтетической активности и атрибуты урожайности двух контрастирующих генотипов риса, подвергнутых солевому стрессу.Протоплазма. 2013; 250 (5): 1157–67.

CAS PubMed Статья Google Scholar

35.

Li X, Zhang X, Song J, Fan H, Feng G, Wang B. Накопление ионов во время развития семян в контролируемых солевых условиях двух популяций Suaeda salsa связано с их адаптацией к солевой среде. Почва растений. 2011. 341 (1–2): 99–107.

CAS Статья Google Scholar

36.

Лю Ц., Цю Н., Лу Ц., Ван Б., Куанг Т. Приводит ли солевой стресс к повышенной восприимчивости фотосистемы II к фотоингибированию и изменениям в составе фотосинтетических пигментов у галофита Suaeda salsa , выращенного на открытом воздухе? Plant Sci. 2002. 163 (5): 1063–8.

CAS Статья Google Scholar

37.

Лу К., Цю Н., Ван Б., Чжан Дж. Обработка засолением не влияет на фотохимию фотосистемы II, но увеличивает устойчивость фотосистемы II к тепловому стрессу у галофита Suaeda salsa .J Exp Bot. 2003. 54 (383): 851–60.

CAS PubMed Статья Google Scholar

38.

Пан Ч., Чжан С.Дж., Гонг З.З., Ван Б.С. Обработка NaCl заметно усиливает систему удаления H ₂ O ₂ в листьях галофита Suaeda salsa L. Physiol Plantarum. 2005. 125 (4): 490–9.

CAS Статья Google Scholar

39.

Сон Дж., Фан Х, Чжао И, Цзя И, Ду Икс, Ван Б.Влияние засоления на прорастание, прорастание проростков, рост проростков и накопление ионов эухалофита Suaeda salsa в приливной зоне и на засоленных внутренних территориях. Акват Бот. 2008. 88 (4): 331–7.

CAS Статья Google Scholar

40.

Zhang QF, Li YY, Pang CH, Lu CM, Wang BS. NaCl усиливает активность связанной с тилакоидами СОД в листьях галофита C ₃ Suaeda salsa L. Plant Sci. 2005. 168 (2): 423–30.

CAS Статья Google Scholar

41.

Сонг Дж., Ван Б. Использование эухалофитов для понимания солеустойчивости и развития засоленного земледелия: Suaeda salsa как многообещающая модель. Энн Бот. 2015; 115 (3): 541–53.

CAS PubMed Статья Google Scholar

42.

Han N, Shao Q, Bao H, Wang B. Клонирование и характеристика антипортера Ca ²⁺ / H ⁺ из галофита Suaeda salsa L.Plant Mol Biol Rep. 2011; 29 (2): 449–57.

CAS Статья Google Scholar

43.

Pang CH, Li K, Wang B. Сверхэкспрессия SsCHLAPXs обеспечивает защиту от окислительного стресса, индуцированного высоким светом у трансгенного Arabidopsis thaliana . Physiol Plantarum. 2011. 143 (4): 355–66.

CAS Статья Google Scholar

44.

Ли К., Панг Ч., Дин Ф, Суй Н, Фэн З. Т., Ван Б. С..Избыточная экспрессия аскорбатпероксидазы стромы Suaeda salsa в хлоропластах Arabidopsis повышает солеустойчивость растений. S Afr J Bot. 2012; 78: 235–45.

CAS Статья Google Scholar

45.

Mizzotti C, Mendes MA, Caporali E, Schnittger A, Kater MM, Battaglia R, Colombo L. Гены MADS-бокса SEEDSTICK и ARABIDOPSIS Bsister играют материнскую роль в оплодотворении и развитии семян.Плант Дж. 2012; 70 (3): 409–20.

CAS PubMed Статья Google Scholar

46.

Grabherr MG, Haas BJ, Yassour M, Levin JZ, Thompson DA, Amit I, Adiconis X, Fan L, Raychowdhury R, ​​Zeng Q, Chen Z, Mauceli E, Hacohen N, Gnirke A, Rhind N. , Palma F, Birren B, Nusbaum C, Lindblad-Toh K, Friedman N, Regev A. Сборка полноразмерного транскриптома из данных RNA-Seq без эталонного генома. Nat Biotechnol. 2011; 29 (7): 644.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

47.

Дэвидсон Н.М., Ошлак А. Корсет: включение дифференциального анализа экспрессии генов для собранных de novo транскриптомов. Genome Biol. 2014; 15 (7): 410.

PubMed PubMed Central Google Scholar

48.

Guo J, Dong X, Han G, Wang B. Репродуктивное развитие Suaeda salsa L., усиленное солью, совпало с активацией гена-переносчика ионов в цветках и повышенным содержанием пыльцы K ⁺ .Фронтальный завод им. 2019; 10: 333.

PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

49.

Li B, Dewey CN. RSEM: точная количественная оценка транскриптов на основе данных RNA-Seq с референсным геномом или без него. BMC Bioinformatics. 2011; 12 (1): 323.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

50.

van Amerongen H, van Grondelle R.Понимание функции передачи энергии LHCII, главного светособирающего комплекса зеленых растений. J. Phys Chem B. 2001; 105 (3): 604–17.

Артикул CAS Google Scholar

51.

Galka P, Santabarbara S, Khuong TTH, Degand H, Morsomme P, Jennings RC, Boekema EJ, Caffarri S. Функциональный анализ суперкомплекса фотосистемы I растений — светособирающего комплекса II показывает этот светособирающий комплекс II, слабо связанная с фотосистемой II, является очень эффективной антенной для фотосистемы I в состоянии II.Растительная клетка. 2012; 24 (7): 2963–78.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

52.

Green BR, Pichersky E, Kloppstech K. Хлорофилл a / b-связывающие белки: расширенное семейство. Trends Biochem Sci. 1991; 16: 181–6.

CAS PubMed Статья Google Scholar

53.

Klimmek F, Sjödin A, Noutsos C, Leister D, Jansson S. Обильно и редко экспрессируемые гены белка Lhc проявляют различные паттерны регуляции у растений.Plant Physiol. 2006. 140 (3): 793–804.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

54.

Судхир П., Мурти С. Влияние солевого стресса на основные процессы фотосинтеза. Photosynthetica. 2004. 42 (2): 481–6.

CAS Статья Google Scholar

55.

Moradi F, Ismail AM. Реакция фотосинтеза, флуоресценции хлорофилла и систем поглощения АФК на солевой стресс во время прорастания и репродуктивной стадии у риса.Энн Бот. 2007. 99 (6): 1161–73.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

56.

Wydrzynski TJ. Расщепление воды фотосистемой II — что нам делать дальше? Photosynth Res. 2008. 98 (1–3): 43–51.

CAS PubMed Статья Google Scholar

57.

Черепанов Д.А., Шелаев И.В., Гостев Ф.Е., Мамедов М.Д., Петрова А.А., Айбуш А.В., Шувалов В.А., Семенов А.Ю., Надточенко В.А.Механизм адиабатического переноса первичных электронов в фотосистеме I: фемтосекундная спектроскопия при возбуждении реакционного центра в дальнем красном крае полосы QY. BBA Bioenergetics. 2017; 1858 (11): 895–905.

CAS PubMed Статья Google Scholar

58.

Haldrup A, Naver H, Scheller HV. Взаимодействие между пластоцианином и фотосистемой I неэффективно у трансгенных растений Arabidopsis, лишенных субъединицы PSI-N фотосистемы.Плант Дж. 1999; 17 (6): 689–98.

CAS PubMed Статья Google Scholar

59.

Нагараджан Р., Гилл К.С. Эволюция гена активазы рубиско у растений. Завод Мол Биол. 2018; 96 (1–2): 69–87.

CAS PubMed Статья Google Scholar

60.

Sharma P, Kothari SL, Kachhwaha S. Анализ экспрессии генов фотосинтеза у Dunaliella salina , выращенных при различных концентрациях NaCl.J Appl Biol Biotech. 2015; 3 (06): 15–21.

CAS Google Scholar

61.

Samineni S, Siddique KH, Gaur PM, Colmer TD. Солевая чувствительность вегетативной и репродуктивной стадий нута ( Cicer arietinum L.): стручок является особо чувствительной стадией. Environ Exp Bot. 2011. 71 (2): 260–8.

CAS Статья Google Scholar

62.

Тернер NC, Колмер Т.Д., Куили Дж., Пушпавалли Р., Кришнамурти Л., Каур Дж., Сингх Дж., Сиддик К. Х., Вадез В.Солеустойчивость и накопление ионов у нута ( Cicer arietinum L.), подвергнутого солевому стрессу. Почва растений. 2013. 365 (1–2): 347–61.

CAS Статья Google Scholar

63.

Vadez V, Krishnamurthy L, Serraj R, Gaur PM, Upadhyaya HD, Hoisington D, Varshney R, Turner N, Siddique K. Большие различия в толерантности нута к солености объясняются различиями в чувствительности на репродуктивной стадии. . Field Crop Res.2007. 104 (1–3): 123–9.

Артикул Google Scholar

64.

Вадез В., Рашми М., Синдху К., Муралидхаран М., Пушпавалли Р., Тернер Н.К., Кришнамурти Л., Гаур П.М., Колмер Т.Д. Большое количество цветков и третичных ветвей, а также более высокий репродуктивный успех увеличивают урожайность нута в условиях солевого стресса. Eur J Agron. 2012; 41: 42–51.

Артикул Google Scholar

65.

Ли К., Ван И, Хань Ц., Чжан В., Цзя Х, Ли Х.Передача сигналов GA и регуляторный модуль CO / FT опосредуют индуцированное солью позднее цветение у Arabidopsis thaliana . Регул роста растений. 2007. 53 (3): 195–206.

CAS Статья Google Scholar

66.

Амзаллаг ГН. Нарушение репродуктивного развития у обработанных солью Sorghum bicolor : следствие изменений в регулирующих сетях? J Exp Bot. 2005. 56 (421): 2821–9.

CAS PubMed Статья Google Scholar

67.

Котула Л., Хан Х.А., Куили Дж., Тернер Н.С., Вадез В., Сиддик К.Х., Клод П.Л., Колмер Т.Д. Солевая чувствительность нута ( Cicer arietinum L.): ионы в репродуктивных тканях и компоненты выхода в контрастных генотипах. Plant Cell Environ. 2015; 38 (8): 1565–77.

CAS PubMed Статья Google Scholar

68.

Сан К., Хант К., Хаузер Б.А. Прерывание яйцеклетки у Arabidopsis вызвано стрессом. Plant Physiol. 2004. 135 (4): 2358–67.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

69.

Сохраби Ю., Хейдари Дж., Эсмаилпур Б. Влияние засоления на рост и урожайность сортов нута дези и кабули. Pak J Biol Sci. 2008. 11 (4): 664–7.

PubMed Статья Google Scholar

70.

Nemati I, Moradi F, Gholizadeh S, Esmaeili M, Bihamta M. Влияние соленого стресса на распределение ионов и растворимых сахаров в листьях, оболочках и корнях риса ( Oryza sativa L.) саженцы. Plant Soil Environ. 2011. 57 (1): 26–33.

CAS Статья Google Scholar

71.

Prado FE, Boero C, Gallardo M, Gonzalez JG. Влияние NaCl на прорастание, рост и содержание растворимых сахаров в семенах Chenopodium quinona Willd. Bot Bull Acad Sinica. 2000. 41: 27–34.

CAS Google Scholar

72.

Пачини Э., Дольферус Р. Испытания мужского гаметофита растения — Понимание стрессоустойчивости репродуктивной стадии.В: Shanker AK, Shanker C (ред.). Абиотический и биотический стресс у растений — последние достижения и перспективы на будущее. Хорватия: InTech, Риека. 2016. с. 703–54.

73.

Абдулла З., Хан М.А., Флауэрс Т. Причины бесплодия в наборе семян риса в условиях солевого стресса. J Agron Crop Sci. 2001. 187 (1): 25–32.

Артикул Google Scholar

74.

Morley-Smith ER, Pike MJ, Findlay K, Köckenberger W., Hill LM, Smith AM, Rawsthorne S.Транспортировка сахаров к развивающимся эмбрионам осуществляется не через основной эндосперм семян масличного рапса. Plant Physiol. 2008. 147 (4): 2121–30.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

75.

Stadler R, Lauterbach C, Sauer N. Перемещение зеленого флуоресцентного белка от клетки к клетке выявляет пост-флоэмный транспорт во внешних покровах и идентифицирует симпластные домены в семенах и эмбрионах Arabidopsis. Plant Physiol.2005. 139 (2): 701–12.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

76.

Hu W, Ren T, Meng F, Cong R, Li X, White PJ, Lu J. Фотосинтетическая способность листьев регулируется взаимодействием азота и калия посредством координации диффузии CO ₂ и карбоксилирования. Physiol Plantarum. 2019; 167 (3): 418–32.

CAS Статья Google Scholar

77.

Альхарби Х.Ф., Аль-Захрани Х.С., Хаким К.Р., Икбал М. Идентификация физиологических и биохимических маркеров солевого (NaCl) стресса у проростков генотипов маша [ Vigna radiata (L.) Wilczek]. Saudi J Biol Sci. 2019; 26 (5): 1053–60.

CAS PubMed Статья Google Scholar

78.

Павлович I, Млинарич С., Тарковска Д., Оклесткова Ю., Новак О, Лепедуш Н., Вуйчич Бок В., Радич Брканац С., Стрнад М., Салопек С.Б.Реакция ранних культур Brassica на стресс от засоления: сравнительный анализ китайской капусты, белокочанной капусты и капусты капусты. Фронтальный завод им. 2019; 10: 450.

PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

79.

Лю Дж, Се СС, Луо И, Чжу Г.Ф., Ду Л.Ф. Растворимая экспрессия гена psbC шпината в Escherichia coli и восстановление in vitro CP43, связанного только с хлорофиллом А. Plant Physiol Bioch. 2014; 79: 19–24.

CAS Статья Google Scholar

80.

Мартинес-Алькантара Б., Иглесиас Д. Д., Рейг С., Месехо С., Агусти М., Примо-Милло Е. Утилизация углерода фруктами ограничивает рост побегов на альтернативных плодоносящих деревьях. J. Plant Physiol. 2015; 176: 108–17.

PubMed Статья CAS Google Scholar

81.

Тальманн М., Сантелия Д. Крахмал как фактор, определяющий приспособленность растений к абиотическому стрессу.Новый Фитол. 2017; 214 (3): 943–51.

CAS PubMed Статья Google Scholar

82.

Hasegawa PM. Натрий (Na ⁺ ) гомеостаз и солеустойчивость растений. Environ Exp Bot. 2013; 92: 19–31.

CAS Статья Google Scholar

83.

Суй Н., Ян З., Лю М., Ван Б. Идентификация и транскриптомное профилирование генов, участвующих в повышении содержания сахара во время солевого стресса в листьях сладкого сорго.BMC Genomics. 2015; 16 (1): 534.

PubMed PubMed Central Статья CAS Google Scholar

84.

Griffiths CA, Paul MJ, Foyer CH. Транспорт метаболитов и связанные с ними сигнальные системы сахара, лежащие в основе взаимодействий источник / поглотитель. BBA Bioenergetics. 2016; 1857 (10): 1715–25.

CAS PubMed Статья Google Scholar

85.

Вада Х., Масумото-Кубо К., Цуцуми К., Нонами Х., Танака Ф., Окада Х., Эрра-Бальселлс Р., Хираока К., Накашима Т., Хаката М.Тургор-чувствительное фосфорилирование крахмала в стеблях Oryza sativa : первичное событие разложения крахмала, связанное с наполняющей способностью зерна. PLoS One. 2017; 12 (7): e0181272.

PubMed PubMed Central Статья CAS Google Scholar

86.

Гуо Дж, Суо С., Ван Б.С. Хлорид натрия улучшает прорастание семян эухалофита Suaeda salsa . Seed Sci Res. 2015; 25 (3): 335–44.

CAS Статья Google Scholar

87.

Hoagland DR, Arnon DI. Водный метод выращивания растений без почвы. Calf Agric Expt Sta Circ. 1950; 347.

88.

Yemm EW, Willis AJ. Оценка содержания углеводов в растительных экстрактах антроном. Biochem J. 1954; 57 (3): 508–14.

CAS PubMed PubMed Central Статья Google Scholar

89.

Ван Кутен О., Снел Дж.Ф. Использование номенклатуры флуоресценции хлорофилла в физиологии стресса растений.Photosynth Res. 1990. 25 (3): 147–50.

PubMed Статья Google Scholar

90.

Лю Т., Шэн М., Ван Ч., Чен Х., Ли З., Тан М. Влияние арбускулярных микоризных грибов на рост, водный статус и фотосинтез гибридного тополя в условиях стресса засухи и восстановления. Photosynthetica. 2015; 53 (2): 250–8.

CAS Статья Google Scholar

91.

Hu L, Xie Y, Fan S, Wang Z, Wang F, Zhang B, Li H, Song J, Kong L.Сравнительный анализ профилей транскриптомов корней между засухоустойчивыми и восприимчивыми генотипами пшеницы в ответ на водный стресс. Plant Sci. 2018; 272: 276–93.

CAS PubMed Статья Google Scholar

Регулирование разложения крахмала листьев абсцизовой кислотой важно для устойчивости растений к осмотическому стрессу

ВВЕДЕНИЕ

Крахмал является наиболее распространенной формой, в которой растения хранят углеводы.Его метаболизм и функция зависят от типа клеток, из которых он получен. В замыкающих клетках крахмал присутствует ночью и разлагается в течение 30 минут на свету, способствуя быстрому открытию устьиц (Horrer et al., 2016; Blatt, 2016). В листьях крахмал обычно постепенно накапливается в течение дня, используя часть углерода, ассимилированного в процессе фотосинтеза. Ночью крахмал, который был синтезирован накануне, почти точно потребляется на рассвете для продолжения биосинтеза сахарозы и выработки энергии, когда фотосинтез не происходит, а процесс жизненно важен для роста растений (Smith and Stitt, 2007; Stitt and Zeeman, 2012; Scialdone и Ховард, 2015; Граф, Смит, 2011).Растения-мутант Arabidopsis thaliana , которые не могут синтезировать или разлагать крахмал в листьях, в большинстве условий снижают скорость роста (Yazdanbakhsh and Fisahn, 2011; Usadel et al., 2008b). Этот почти линейный паттерн биосинтеза и деградации крахмала сохраняется при изменении фотопериодов или если растения подвержены внезапному раннему или позднему закату, пока общий циркадный ритм сохраняется на 24-часовом уровне (Sulpice et al., 2014; Graf et al. , 2010). Действительно, наблюдается, что растения разлагают крахмал быстрее в длинные дни, чем в короткие, демонстрируя, что растения каким-то образом предвидят продолжительность следующей ночи (Gibon et al., 2004; Лу и др., 2005). Такое жесткое регулирование скорости разложения крахмала предотвращает углеродное голодание или непродуктивную секвестрацию углерода, тем самым поддерживая непрерывный рост в ночное время (Stitt and Zeeman, 2012).

Накапливаются доказательства аналогичной адаптивной реакции метаболизма крахмала в листьях на другие проблемы, такие как острая нехватка воды или экстремальные температуры. В ответ на острый температурный шок растения мобилизуют крахмал в то время, когда можно было бы ожидать биосинтеза (например,г., в середине светового периода), что приводит к накоплению мальтозы, основного катаболита крахмала, и производных из него сахаров (Usadel et al., 2008a; Purdy et al., 2013; Kaplan and Guy, 2005, 2004; Sitnicka, Orzechowski, 2014; Yano et al., 2005; Kaplan et al., 2007). Подобные перестройки метаболизма крахмала наблюдаются, когда растения подвергаются коротким периодам окислительного или осмотического стресса (Scarpeci, Valle, 2008; Zanella et al., 2016; Valerio et al., 2011; Geigenberger et al., 1997). Предполагается, что растворимые сахара и другие заряженные метаболиты, такие как пролин или глицин, могут действовать как осмопротекторы во время стрессовых реакций. Накопление этих метаболитов, вызванное стрессом, снижает водный потенциал клетки, способствуя удержанию воды в растении без нарушения нормального метаболизма. Этот процесс, известный как осмотическая регулировка, позволяет поддерживать тургор клеток для роста и выживания растений в стрессовых условиях (Bartels and Sunkar, 2005; Verslues and Sharma, 2011; Krasensky and Jonak, 2012).Сахар и пролин также могут помочь стабилизировать белки и клеточные структуры, особенно когда стресс становится серьезным или сохраняется в течение более длительных периодов времени (Hoekstra et al., 2001). Эти соединения также могут действовать как поглотители свободных радикалов, защищая от окисления, удаляя избыток активных форм кислорода, восстанавливая клеточный окислительно-восстановительный баланс (Couée et al., 2006; Miller et al., 2010). Таким образом, способность регулировать модели ассимиляции, хранения и использования углерода в ответ на изменения в окружающей среде может определять не только производство биомассы, но и приспособленность растений с точки зрения выживания в стрессовых условиях окружающей среды.Несмотря на его важность, мы плохо понимаем, как углерод обеспечивает метаболизм и рост в условиях стресса.

Переходная деградация крахмала в ночное время начинается с фосфорилирования глюкановых цепей глюканом, водной дикиназой (GWD) и фосфоглюканом, водной дикиназой (PWD) (Ritte et al., 2006). Затем цепи одновременно разрушаются набором ферментов, гидролизующих глюканы (включая β-амилазы [BAM], α-амилазы [AMY] и ферменты разветвления) и дефосфорилируются фосфоглюканфосфатазами (Streb and Zeeman, 2012).Эти ферменты работают в синергии и полностью разлагают крахмал (Kötting et al., 2009; Edner et al., 2007). Гидролиз крахмала до мальтозы с помощью БАМ представляет собой преобладающий путь преходящей деградации крахмала. BAM3 является основной изоформой в метаболизме крахмала в листьях в ночное время, а мутанты Arabidopsis bam3 имеют повышенное количество крахмала и пониженные уровни мальтозы в ночное время по сравнению с диким типом (Fulton et al., 2008; Kaplan and Guy, 2005). BAM1 высоко экспрессируется в замыкающих клетках и в синергии с AMY3 расщепляет крахмал в этих клетках для индуцируемого светом открытия устьиц (Horrer et al., 2016; Блатт, 2016). При осмотическом стрессе BAM1 активируется в листьях и способствует суточной деградации крахмала с целью получения сахаров и биосинтеза пролина (Valerio et al., 2011; Zanella et al., 2016). Таким образом, оказывается, что BAM1 важен для индуцированной стрессом деградации крахмала листьев. Однако неясно, играют ли другие гидролитические ферменты крахмала также роль во время стресса, как этот процесс контролируется и каково значение для устойчивости растений к стрессу.

Чтобы ответить на эти вопросы, мы подвергли гидропонно выращенные растения арабидопсиса краткосрочному высокому осмотическому стрессу и показали, что AMY3 также участвует в индуцированной стрессом деградации крахмала.Мутанты, лишенные как BAM1, так и AMY3, чувствительны к осмотическому стрессу. Это связано с тем, что в отсутствие этих двух ферментов растения не могут мобилизовать крахмал в листьях во время стресса и снижают экспорт углерода в корень, влияя на накопление осмолита для поглощения воды и питательных веществ и роста корней. Мы также показываем, что гормон стресса абсцизовая кислота (ABA) контролирует активность BAM1 и AMY3 во время стрессовых реакций, и мы предоставляем доказательства того, что описанный нами механизм для Arabidopsis, скорее всего, сохраняется среди различных видов растений.Наше открытие раскрывает важную функцию крахмала в устойчивости растений к стрессу и выделяет BAM1 и AMY3 как цели для селекции устойчивых к стрессу культур.

РЕЗУЛЬТАТЫ

BAM1 и AMY3 синергетически разлагают крахмал в листьях при осмотическом стрессе

Для изучения влияния осмотического стресса на метаболизм крахмала мы подвергали трехнедельные растения арабидопсиса, выращенные в гидропонной культуре, воздействию 300 мМ маннита в течение 4 часов. , начиная через 3 ч света. Растения заметно увяли, но при возвращении в контрольный раствор без маннита на 24 часа они полностью восстановились (рис. 1А).После 4 часов стресса растения дикого типа накапливали на 51% меньше крахмала по сравнению с контрольными растениями (рис. 1В). Сниженное накопление крахмала сопровождалось значительным накоплением мальтозы до уровней, сравнимых или превышающих те, которые обычно наблюдаются ночью (рис. 1C) (Fulton et al., 2008). Растения реагировали аналогичным образом на осмотический стресс с использованием 300 мМ сорбита (дополнительный рисунок 1). Мутантная фосфоглюкомутаза Arabidopsis ( мкг ), не содержащая крахмала (Caspar et al., 1985), накапливали крошечные количества мальтозы в течение дня в контролируемых условиях роста. Однако в ответ на осмотический стресс уровни мальтозы в мкг оставались неизменными (дополнительный рисунок 2). Таким образом, снижение накопления крахмала у растений, подвергшихся осмотическому стрессу, по-видимому, по крайней мере частично, является результатом оборота крахмала (то есть одновременного биосинтеза и разложения).

Рисунок 1.

Уровни крахмала в листьях во время осмотического стресса не изменились у amy3 bam1 мутантных растений.

(A) Трехнедельные гидропонно выращенные растения Arabidopsis переносили в питательный раствор, необязательно с добавлением 300 мМ маннита, на 4 часа. После стрессовой обработки корни промывали водой и возвращали в контрольный раствор на 24 ч. Репрезентативные растения дикого типа (Col-0) показывают снижение тургора в ответ на маннитоловый стресс (обозначенный звездочками), от которого растения восстанавливаются через 24 часа в контрольном питательном растворе. Штанга = 1 см.

(B) и (C) Листовой крахмал (B) и мальтоза (C) Содержание в листьях, подвергшихся осмотическому стрессу, по сравнению с контролем.Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 8). FW, свежий вес.

(D) Обилие транскриптов листа для BAM1 , BAM3 и AMY3 в осмотически стрессированных и контрольных листьях, определенное с помощью qPCR. Растения, выращенные, как указано выше, собирали в указанные моменты времени. Ген ACT2 использовали в качестве контрольного гена. RD29A использовали в качестве положительного стресс-индуцированного контроля. Значения были нормализованы относительно экспрессии гена в момент T0 (установлен как 1) и представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 3).Статистическая значимость, определенная с помощью непарных двусторонних тестов Стьюдента t : * P <0,05 для указанного сравнения; #P <0,05 мутантов по сравнению с диким типом в указанные моменты времени; n.s., не имеет значения для указанного сравнения.

Экспрессия гена BAM1 индуцировалась в 8 раз в листьях дикого типа после обработки маннитом, аналогично RD29A , хорошо известному гену, чувствительному к осмотическому стрессу (рис. 1D) (Yamaguchi-Shinozaki and Shinozaki, 1994). bam1 мутантные растения демонстрировали пониженную вызванную осмотическим стрессом деградацию крахмала и накопление мальтозы, но были неотличимы от растений дикого типа в контрольных условиях (Фигуры 1B и 1C; Дополнительный Рисунок 3). Напротив, транскрипты BAM3 не индуцировались маннитом (фигура 1D), а мутанты bam3 , несмотря на повышенные уровни крахмала по сравнению с диким типом, активировали деградацию крахмала аналогично дикому типу (фигуры 1B и 1C; дополнительная фигура. 3).Экспрессия гена BAM1 была индуцирована стрессом у мутантов bam3 в той же степени, что и у мутантов дикого типа (14-кратная в этом эксперименте; дополнительный рисунок 4), что позволяет предположить, что BAM1 активируется в bam3 , чтобы способствовать мобилизации крахмала во время реакция на осмотический стресс. Эти результаты показывают, что BAM1 и BAM3 имеют решающее значение в разных условиях.

Обнаружение того, что BAM1 разлагает крахмал синергетически с AMY3 (Seung et al., 2013; Horrer et al., 2016), побудило нас исследовать значимость этого взаимодействия во время реакции на осмотический стресс.Подобно bam1 , мутант amy3 кажется подобным дикому типу в стандартных условиях роста (дополнительный рисунок 3) (Yu et al., 2005). Однако при стрессе мутанты amy3 и показали снижение деградации крахмала и уменьшенное накопление мальтозы по сравнению с диким типом, показывая, что AMY3 также необходим для разложения крахмала при осмотическом стрессе (Фигуры 1B и 1C). Дефекты в amy3 были не такими серьезными, как в bam1 . Анализ qPCR экспрессии AMY3 при осмотическом стрессе показал, что через 4 часа обработки маннитом наблюдалась небольшая индукция (фигура 1D).Эта индукция была в дополнение к ранее описанному увеличению транскрипта AMY3, которое происходит в течение дня (очевидно у наших контрольных растений; фигура 1D; дополнительная фигура 5A) (Smith et al., 2004). Потеря белков AMY3 и BAM1 в двойном мутанте amy3 bam1 не изменила уровни крахмала при осмотическом стрессе, при этом крахмал накапливался в той же степени, что и в нестрессированных растениях (Фигуры 1B и 1C). Однако метаболизм крахмала в контрольных условиях у этого мутанта не изменился (дополнительный рисунок 3) (Horrer et al., 2016). Эти результаты предполагают, что оба BAM1 и AMY3 индуцируются во время осмотического стресса и работают вместе, обеспечивая эффективный катаболизм крахмала в листьях.

Одновременная потеря BAM1 и AMY3 влияет на толерантность к осмотическому стрессу

Чтобы исследовать важность разложения крахмала в толерантности к осмотическому стрессу, мы исследовали эффективность amy3 bam1 в условиях стресса. Измерения относительного содержания воды в листьях показали, что мутантные растения amy3 bam1 теряют воду быстрее, чем растения дикого типа.После 1 часа стресса содержание воды в amy3 bam1 уже снизилось на 25% по сравнению с контролем, тогда как дикий тип потерял только 7% воды (рис. 2А). Осмоляльность сока листьев увеличивалась параллельно с потерей воды, и к концу стрессовой обработки amy3 bam1 показал увеличение на 44% по сравнению с увеличением на 29% у дикого типа (рис. 2В). Кроме того, при стрессе amy3 bam1 поглощал и транслировал меньше воды, чем организм дикого типа (только 63 и 79% после 2 и 3 часов обработки маннитом, соответственно; дополнительный рисунок 6).Мы недавно сообщили, что открытие устьиц нарушено у мутантов amy3 bam1 из-за постоянно высоких уровней крахмала замыкающих клеток у этих растений (Horrer et al., 2016). Однако, несмотря на различия в ширине устьиц (уменьшенной для amy3 bam1 ), как дикий тип, так и amy3 bam1 закрывали свои устьицы с одинаковой скоростью при переносе в раствор, содержащий маннит (рис. 2C). Таким образом, быстрая потеря воды amy3 bam1 в течение первого часа лечения маннитом не может быть объяснена различиями в закрытии устьиц.Если бы транспирация через устьица была главной детерминантой ответов amy3 bam1 на осмотический стресс, можно было бы ожидать скорее уменьшенную, чем повышенную потерю воды. Более вероятно, что снижение водопоглощающей способности amy3 bam1 повлияло на содержание воды в листьях.

Рис. 2.

Влияние осмотического стресса на amy3 bam1 Двойные мутанты.

(A) Относительное содержание воды в листьях растений дикого типа и amy3 bam1 растений, подверженных маннитоловому стрессу или содержащихся в контрольном растворе, определяли в указанные моменты времени, как описано в методах.Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 6).

(B) Осмоляльность дикого типа и amy3 bam1 сока листьев. Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 6).

(C) Закрытие устья в ответ на обработку маннитом у растений дикого типа и amy3 bam1 растений. Эпидермальные кожуры, выделенные из листьев растений, выращенных на гидропонике, обработанных маннитом в течение 4 часов или выдержанных в контрольном питательном растворе, использовали для измерения ширины устьиц. Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 4 биологических повтора с более чем 50 отдельными устьицами, измеренными для каждой временной точки).

(D) Морфология растений дикого типа и amy3 bam1 растений под контролем (верхняя панель) и условиях осмотического стресса (нижняя панель). Растения выращивали в контрольной среде в течение 6 дней, переносили на среду, необязательно с добавлением 300 мМ маннита, и фотографировали через 3 дня. Штанга = 1 см.

(E) Вес свежих побегов и корней (FW) измеряли через 9 дней после пересадки рассады, как описано в (D) . Значения представляют собой FW растений, подвергшихся осмотическому стрессу, по сравнению с контрольными растениями (установлено за 100%).Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 15).

(F) Соотношение корней и побегов растений дикого типа и amy3 bam1 растений в ответ на 300 мМ маннитовый стресс. Значения получены из данных, приведенных в (E) . Статистическая значимость, определенная с помощью непарных двусторонних тестов Стьюдента t : * P <0,05 для указанного сравнения; n.s., не имеет значения для указанного сравнения.

Чтобы оценить возможность участия подземных частей растений в ответах на осмотический стресс в amy3 bam1 , мы применили стресс к проросткам, выращенным на вертикальных чашках агара Murashige и Skoog (MS) половинной прочности.Через шесть дней (6 дней) после прорастания проростки с такой же длиной корней еще на 9 дней переносили в чашки с агаром, необязательно с добавлением 300 мМ маннита. Рост первичных корней был снижен у дикого типа при стрессе. Однако amy3 bam1 показал более высокую степень ингибирования (фигура 2D). Измерения свежей массы через 9 дней стрессовой обработки показали, что amy3 bam1 и рост корней дикого типа подавлялись на 48 и 61%, соответственно, по сравнению с контролем (рис. 2E).Интересно, что подавление роста побегов было одинаковым для обоих генотипов (от ~ 63 до 66% от контроля; Рисунок 2E), что привело к существенным различиям в соотношении корней к побегам. У растений дикого типа соотношение корней к побегам увеличилось на 75% по сравнению с контролем, тогда как у amy3 bam1 соотношение осталось неизменным (рис. 2F). В целом, эти результаты предполагают, что AMY3 / BAM1-опосредованная деградация крахмала листьев способствует устойчивости к осмотическому стрессу, влияя на рост и функцию корней в ответ на стресс.

Экспорт углерода в корень и накопление осмолита во время осмотического стресса снижаются в

amy3 bam1

Корневой фенотип amy3 bam1 предполагает, что вызванная стрессом деградация крахмала влияет на метаболизм растения в целом. Поэтому мы использовали маркировку ¹⁴ CO ₂ для анализа распределения углерода по различным классам клеточных соединений и для измерения экспорта углерода из листьев в корни у растений, выращенных на гидропонике с маннитом или без него.Мы подавали ¹⁴ CO ₂ на все растение в течение 1 часа, либо в начале стресса (после 3 часов света), либо в середине стрессовой обработки (после 5 часов света). В каждом случае за импульсом ¹⁴ CO ₂ следовала 1-часовая погоня в воздухе (рис. 3А), после чего розетки и корни собирали отдельно. В контрольных условиях распределение углерода в растениях дикого типа и amy3 bam1 было очень сходным (дополнительные таблицы 1 и 2).Однако при осмотическом стрессе два генотипа заметно различались по количеству углерода, направляемого к корню. В то время как дикий тип сохранял высокий уровень экспорта углерода в течение всего эксперимента, amy3 bam1 не показал увеличения экспорта ¹⁴ C после 4 часов стресса (рис. 3B). Субфракционирование соединений, растворимых в корнях, показало, что большая часть импортированного углерода присутствовала в нейтральных соединениях (т. Е. В сахарах) без значительных изменений в основной и кислой фракциях (рис. 3C).В соответствии со сниженным экспортом углерода в корень, количество метки, обнаруживаемой в нейтральных сахарах после 4 часов стресса в корнях amy3 bam1 , было снижено по сравнению с корнями дикого типа (рис. 3С). Напротив, распределение углерода внутри растворимой фракции листьев было одинаковым для двух генотипов, показывая увеличение нейтральных сахаров и снижение основных и кислых соединений (рис. 3D). Это сопровождалось уменьшением распределения углерода в крахмале и клеточной стенке (рис. 3E). Интересно, что даже несмотря на то, что мечение крахмала и клеточной стенки в листьях amy3 bam1 после 4 часов стресса не изменилось по сравнению с контролем (рис. 3E), количество выделения углерода в растворимые сахара в листьях все еще было повышено по сравнению с не подвергавшимся стрессу контролем. растения, как с диким типом (рис. 3E).Это говорит о том, что большая часть этих сахаров возникает в результате ассимиляции углерода при фотосинтезе и лишь частично в результате гидролиза крахмала. С другой стороны, amy3 bam1 может страдать от пониженной нагрузки сахарной флоэмы.

Рис. 3.

Разделение углерода в растениях дикого типа и amy3 bam1 во время осмотического стресса.

(А) Схема установки маркировки. Целые растения дикого типа и amy3 bam1 растений метили ¹⁴ CO ₂ в течение 1 часа сразу после переноса в питательный раствор, содержащий маннит, или в середине стрессовой обработки.После 1-часового периода погони побеги и корни собирали отдельно и определяли ¹⁴ ° C в различных тканевых фракциях сцинтилляционным счетом.

(B) Экспорт углерода в корни осмотически стрессированных и контрольных растений. Относительные изменения ¹⁴ C, импортированного в корень при осмотическом стрессе, приведены в процентах от импортированного в контрольных условиях (установлено как 0). Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 4).

(C) Включение ¹⁴ C в различные водорастворимые фракции корней дикого типа и amy3 bam1 .Относительные изменения количества ¹⁴ C, включенного в различные фракции при осмотическом стрессе, даны в виде процентов от таковых в соответствующих фракциях в контрольных условиях (установлено как 0). Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 4).

(D) Включение ¹⁴ C в различные водорастворимые фракции побегов дикого типа и amy3 bam1 у растений, подверженных осмотическому стрессу, по сравнению с контролем. Относительные изменения выражены, как описано выше для (C) .

(E) Включение ¹⁴ C в крахмал и соединения клеточной стенки дикого типа и amy3 bam1 побеги растений, подверженных осмотическому стрессу, по сравнению с контролем. Относительные изменения выражены, как описано выше для (C) . Статистическая значимость, определенная с помощью непарных двусторонних тестов Стьюдента t : * P <0,05 для указанного сравнения; #P <0,05 мутант по сравнению с диким типом в указанные моменты времени; n.s., не имеет значения.

В соответствии с экспериментами по маркировке ¹⁴ C мы обнаружили, что растения дикого типа в условиях осмотического стресса накапливали гораздо более высокие уровни растворимых сахаров, в основном сахарозы, как в листьях, так и в корнях (рисунки 4A-4C; дополнительные рисунки 7A-7C. ). Пролин также накапливался в больших количествах к концу лечения стрессом (рисунок 4D; дополнительный рисунок 7D). У растений amy3 bam1 количество растворимых сахаров и пролина, которые накапливались в корне при осмотическом стрессе, было снижено по сравнению с диким типом (Рисунок 4), тогда как накопление сахара и пролина в листьях было лишь незначительно нарушено (Дополнительный Рисунок 7 ).

Рисунок 4.

Количественное определение растворимых сахаров и пролина в корнях растений, подвергшихся осмотическому стрессу.

Сахароза (A) , глюкоза (B) , фруктоза (C) и пролин (D) содержание в корнях растений дикого типа и amy3 bam1 растений в ответ на обработку осмотического стресса. К растениям, выращенным на гидропонике, необязательно добавляли 300 мМ маннита в течение 4 часов. Значения — это средние значения ± стандартная ошибка ( n = 5). FW, свежий вес. Статистическая значимость, определенная с помощью непарных двусторонних тестов Стьюдента t : * P <0.05 для указанного сравнения; n.s., не имеет значения для указанного сравнения.

Таким образом, осмотический стресс, по-видимому, приводит к (1) накоплению углерода в сахарах как в листьях, так и в корнях; (2) увеличение экспорта углерода в корень; и (3) уменьшение распределения углерода по направлению к крахмалу и клеточной стенке. Наиболее очевидным последствием деградации дефектного крахмала при осмотическом стрессе у мутанта amy3 bam1 является уменьшение выделения углерода в корень, что может объяснить гиперчувствительность amy3 bam1 к стрессовой обработке.

Применение экзогенной ABA индуцирует экспрессию

BAM1 и AMY3 и приводит к увеличению активности фермента BAM1 и деградации крахмала

Обработка маннитом вызвала повышение эндогенных уровней ABA в листьях растений как дикого типа, так и amy3 bam1 растений (Дополнительный рисунок 8). Быстрый биосинтез АБК признан одним из ключевых факторов реакции на осмотический стресс. АБК способствует закрытию устьиц и индуцирует экспрессию многих чувствительных к стрессу генов, которые защищают растения от дальнейшей потери воды и повреждения (Urano et al., 2009; Ямагути-Шинозаки и Шинозаки, 2006 г .; Чоудхури и Лахири, 2011; Бёмер и Шредер, 2011; Зеллер и др., 2009; Мацуи и др., 2008; Кемпа и др., 2008). Мы задавались вопросом, влияет ли АБК на метаболизм крахмала в листьях. Экзогенно примененная АБК (4 ч) индуцировала экспрессию BAM1 , RD29A и, в меньшей степени, AMY3 , но не влияла на BAM3 (фиг. 5A), в некоторой степени отражая поведение этих генов при лечение осмотического стресса (рис. 1D).Уровни и активность BAM1 уже повысились в обработанных АБК растениях по сравнению с необработанными растениями после 2 часов воздействия АБК (рисунки 5B и 5C; дополнительный рисунок 9), что указывает на то, что активация транскрипции приводит к быстрому синтезу белка de novo. Напротив, не было обнаружено изменений уровня белка AMY3 в ответ на АБК (дополнительная фигура 5B). Однако транскрипты AMY3 и соответствующие спектры пептидов, производных от AMY3, часто обнаруживаются во многих типах тканей, особенно в листьях (дополнительный рисунок 5A) (Baerenfaller et al., 2011), предполагая, что белка уже относительно много и что он, скорее всего, подвергается посттрансляционной регуляции. Интересно, что растения, обработанные АБК, накапливали меньше крахмала, чем контрольные, и уровни мальтозы были высокими (рисунки 5D и 5E). Напротив, опрысканные ABA мутанты amy3 bam1 накапливали такое же количество крахмала, что и необработанные растения, и уровни мальтозы были немного снижены, что указывает на то, что разложение крахмала в ответ на ABA не активировалось у этого мутанта (фигуры 5D и 5E).Несмотря на различия в ширине устьиц в начале лечения АБК (уменьшенная для amy3 bam1 , как и ожидалось), у дикого типа и amy3 bam1 ширина устьиц уменьшилась в одинаковой степени (1,13 и 1,18 мкм соответственно) в пределах первый час (рис. 5F). Возможно, что во время закрытия устьиц регулируемая АБК экспрессия AMY3 и BAM1 может обеспечивать механизм обратной связи, который контролирует ширину устьиц за счет увеличения осмотически активных концентраций растворенных веществ, тем самым противодействуя эффектам оттока ионов калия.Устьицы оставались закрытыми в обоих генотипах до конца эксперимента (рис. 5F).

Рисунок 5.

Влияние экзогенной АБК на метаболизм листового крахмала.

(A) Относительные уровни экспрессии BAM1 , BAM3 и AMY3 в листьях дикого типа через 4 часа после обработки 100 мкМ ABA, определенные с помощью qPCR. Ген ACT2 служил эталонным геном. RD29A служил в качестве положительного контроля для обработки ABA. Значения, представляющие средние значения ± стандартная ошибка ( n = 3), были нормализованы относительно экспрессии гена в контрольных условиях (установлено как 1).

(B) Иммунодетекция белка BAM1 в листьях дикого типа после обработки ABA. Общий белок экстрагировали из розеток растений, выращенных на гидропонике, в указанные моменты времени. Равные количества белка разделяли с помощью SDS-PAGE. Большая субъединица Rubisco (RbcL), доминантная полоса, визуализируемая окрашиванием Кумасси, подтвердила равномерную нагрузку. BAM1 был обнаружен с использованием поликлональных антител, индуцированных против рекомбинантного BAM1. Экстракты мутанта bam1 служили отрицательным контролем.Повторные блоты дали тот же результат. C, имитационный контроль.

(C) АБК-опосредованные изменения активности BAM1. Неочищенные экстракты листьев гидропонно выращенных растений дикого типа и amy3 bam1 растений, собранных через 4 часа после обработки ABA, разделяли с помощью нативного PAGE в гелях, содержащих 0,1% амилопектина. После электрофореза и инкубации в течение 2 ч (см. «Методы») гели окрашивали в растворе Люголя. Активность BAM1 была обнаружена у растений дикого типа, но не у растений amy3 bam1 .

(D) и (E) Листовой крахмал (D) и мальтоза (E) Содержание в растениях дикого типа и amy3 bam1 через 4 часа после обработки ABA по сравнению с контролем. Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 6). FW, свежий вес.

(F) Закрытие устья в ответ на обработку ABA у растений дикого типа и amy3 bam1 растений. Эпидермальные кожуры, выделенные из листьев растений, выращенных на гидропонике, обработанных АБК 100 мкМ в течение 4 часов или выдержанных в контрольном питательном растворе, использовали для измерения ширины устьиц.Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 4 биологических повтора с более чем 50 отдельными устьицами, измеренными для каждой временной точки). Ширина устьиц в контрольных условиях такая же, как на рисунке 2C, так как эксперименты проводились параллельно. Статистическая значимость, определенная с помощью непарных двусторонних тестов Стьюдента t : * P <0,05 для указанного сравнения; #P <0,05 мутант по сравнению с диким типом в указанные моменты времени; n.s., не имеет значения для указанного сравнения.

В целом эти результаты предполагают, что экзогенная АБК может запускать BAM1 / AMY3-опосредованную деградацию крахмала в листьях и что этот эффект не зависит от закрытия устьиц, вызванного АБК.

Мутанты с дефицитом АБК

nced3 и aba2 Имитируют фенотип amy3 bam1 в условиях осмотического стресса

Важным этапом индуцированного стрессом биосинтеза de novo ABA является расщепление эпоксикаротиноидов (первого промежуточного звена с образованием эпоксикаротиноидов). ) 9- цис- ЭПОКСИКАРОТИНОИД ДИОКСИГЕНАЗА3 (NCED3) (Iuchi et al., 2001). Это объясняет, почему нулевой мутант nced3 не накапливает АБК в ответ на обезвоживание (Iuchi et al., 2001; Urano et al., 2009). Мы использовали мутант nced3 для дальнейшего исследования роли АБК в стресс-ответном метаболизме крахмала. При осмотическом стрессе nced3 имитировал поведение amy3 bam1 : разложение крахмала было отменено, а уровни мальтозы остались неизменными по сравнению с контрольными растениями, тогда как разложение активированного крахмала дикого типа, как и ожидалось (Фигуры 6A и 6B).Учитывая тесную связь между АБК и сигнальными путями сахара (обзор в Hey et al., 2010), мы задавались вопросом, является ли деградация дефектного крахмала в nced3 под осмотическим стрессом просто вторичным эффектом перекрестных помех между АБК и сахаром, а не прямым следствием. об отсутствии стресс-индуцированного биосинтеза АБК de novo. Затем мы исследовали фенотип других мутантов, связанных с АБК. Подобно nced3 , мутант с дефицитом ABA aba2 не может синтезировать ABA, поскольку в нем отсутствует короткоцепочечная алкогольдегидрогеназа ABA2, ответственная за превращение ксантоксина в абсцизовый альдегид (González-Guzmán et al., 2002; Schwartz et al., 1997). Как наблюдалось для nced3 , aba2 также не активировал разложение крахмала и не показал накопления мальтозы в ответ на осмотический стресс (дополнительная фигура 10) или не продемонстрировал ее значительного снижения. Напротив, мутант aao3 , лишенный ABSCISIC ALDEHYDE OXIDASE3 (AAO3), ответственного за заключительный этап биосинтеза ABA (Seo and Koshiba, 2002), активировал деградацию крахмала аналогично дикому типу (Фигуры 6A и 6B). Учитывая, что Arabidopsis содержит четыре гена AAO с частично повторяющимися функциями (Seo et al., 2004), aao3 мутанты накапливают пониженные, но все же определяемые уровни ABA в ответ на стресс дегидратации (Seo et al., 2000), что может объяснять активацию деградации крахмала у этого мутанта. Кроме того, BAM1 , а также RD29A , были значительно активированы в ответ на стресс в aao3 , хотя и в меньшей степени по сравнению с диким типом, но не индуцировались в nced3 (фиг. 6C). У AMY3 была повышена регуляция у дикого типа, но не у aao3 или nced3 (фиг. 6C), что подтверждает важность посттрансляционной регуляции для активации AMY3 при стрессе.Как и ожидалось, экспрессия гена BAM3 осталась неизменной во всех протестированных генотипах (рис. 6C). Вместе эти результаты показывают, что различия в уровнях АБК между диким типом и мутантами aao3 , nced3 и aba2 , вероятно, ответственны за наблюдаемые различия в индуцированной стрессом деградации крахмала, что позволяет предположить, что de novo ABA биосинтез в ответ на осмотический стресс необходим для разложения крахмала. Соответственно, экзогенное применение ABA отдельно или в комбинации с маннитом восстанавливает деградацию крахмала в мутанте nced3 почти до уровней дикого типа (дополнительная фигура 11).

Рисунок 6.

Деградация листового крахмала во время осмотического стресса блокируется у ABA-дефицитного мутанта nced3 .

(A) и (B) Листовой крахмал (A) и мальтоза (B) Содержание в растениях дикого типа, nced3 и aao3 , обработанных 300 мМ маннита, по сравнению с контрольными . Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 6). FW, свежий вес.

(C) Относительные уровни экспрессии BAM1 , BAM3 и AMY3 в листьях растений дикого типа, nced3 и aao3 , обработанных 300 мМ маннита в течение 4 часов, определяемых КПЦР.Ген ACT2 служил эталонным геном. RD29A служил в качестве положительного контроля для обработки осмотического стресса. Значения, представляющие средние значения ± стандартная ошибка ( n = 3), были нормализованы относительно экспрессии гена в контрольных условиях (установлено как 1). Статистическая значимость, определенная с помощью непарных двусторонних тестов Стьюдента t : * P <0,05 для указанного сравнения; n.s., не имеет значения для указанного сравнения.

Путь AREB / ABF-SnRK2 регулирует ABA-зависимую экспрессию гена

BAM1 и AMY3

Чтобы понять молекулярную связь между ABA и деградацией крахмала во время осмотического стресса, мы провели поиск промоторных областей BAM1 и AMY гены для известных ABA-зависимых цис- -регуляторных элементов.Оба промотора BAM1 и AMY3 содержали мотивы АБК-чувствительного элемента (ABRE), в то время как в промоторе BAM3 ничего не было (дополнительный набор данных 1). Регуляторные элементы цис ABRE распознаются группой факторов транскрипции bZIP (TF), связывающим белком ABRE / факторами связывания ABRE (AREB / ABF). Эти TFs выполняют ключевые функции в ABA-зависимой экспрессии чувствительных к осмотическому стрессу генов (Yoshida et al., 2010). В присутствии ABA TF AREB / ABF активируются посредством фосфорилирования SNF1-связанной киназой 2 (SnRK2s) (Fujita et al., 2009; Furihata et al., 2006), что позволяет им связывать мотивы ABRE в промоторах генов-мишеней, тем самым активируя их экспрессию (Yoshida et al., 2014; Fujita et al., 2013).

Активация транскрипции BAM1 и AMY3 в ответ на экзогенно применяемую ABA была отменена у мутантов, лишенных трех киназ SnRK2, snrk2.2 snrk2.3 snrk2.6 , или значительно снижена у мутантов без трех AREB / ABF TF, areb1 areb2 abf3 (фиг. 7A), все известные позитивные регуляторы передачи сигналов ABA в листьях (Nakashima et al., 2009; Умезава и др., 2009; Fujita et al., 2009; Fujii and Zhu, 2009; Йошида и др., 2010). Остаточная транскрипционная активация BAM1 в мутанте areb1 areb2 abf3 , скорее всего, была вызвана остающейся активностью другого bZIP TF, ABF1, который также является частью сигнальных путей AREB / ABF-Snrk2 в листьях при осмотическом стрессе ( Йошида и др., 2015). В контрольных условиях уровни транскриптов BAM1 и AMY3 были аналогичны уровню транскриптов дикого типа в обоих snrk2.2 snrk2.3 snrk2.6 и areb1 areb2 abf3 мутантов (дополнительная фигура 12). BAM3 Уровни транскрипта оставались неизменными в ответ на обработку ABA у обоих мутантов, аналогично дикому типу (фиг. 7A), что согласуется с идеей, что индукция BAM3 не является частью ответов ABA / осмотического стресса. Мутант snrk2.2 snrk2.3 snrk2.6 показал тяжелый фенотип увядания (Fujii and Zhu, 2009), что препятствовало его успешному культивированию в гидропонике. Поэтому мы использовали мутант areb1 areb2 abf3 для дальнейших экспериментов и обнаружили, что уровни белка BAM1 не изменялись в ответ на экзогенное применение ABA (Фигуры 7B и 7C), а деградация крахмала при обработке маннитом была значительно снижена по сравнению с диким типом. (Рисунки 7D и 7E).В совокупности эти находки предполагают, что ABA-зависимая передача сигналов SnRK2 опосредует активацию BAM1 и AMY3 в ответ на осмотический стресс через AREB1, AREB2, ABF3 и, возможно, ABF1 TF.

Рисунок 7. Факторы транскрипции

AREB1, AREB2 и ABF3 регулируют экспрессию BAM1 и AMY3 в ответ на осмотический стресс.

(A) Относительные уровни экспрессии BAM1 , BAM3 и AMY3 у дикого типа и areb1 areb2 abf3 тройных мутантных листьев через 4 часа после обработки 100 мкМ ABA, определено методом qPCR.Ген ACT2 служил эталонным геном. RD29A служил в качестве положительного контроля для обработки ABA. Значения, представляющие средние значения ± стандартная ошибка ( n = 3), были нормализованы относительно экспрессии гена в контрольных условиях (установлено как 1).

(B) Иммунодетекция белка BAM1 дикого типа, areb1 areb2 abf3 и amy3 bam1 листьев после обработки ABA. Общий белок экстрагировали из розеток растений, выращенных на гидропонике, в указанные моменты времени.Равные количества белка разделяли с помощью SDS-PAGE, и для подтверждения использовали большую субъединицу Rubisco (RbcL). BAM1 детектировали с использованием поликлональных антител, индуцированных против рекомбинантного BAM1. Повторные блоты дали тот же результат. C, контроль.

(C) Количественное определение белка BAM1. Денситометрический анализ (ImageJ) использовали для количественной оценки интенсивности полос, например, в (B) . Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка трех биологических образцов, каждый из которых проанализирован в трех технических повторностях, и выражены относительно средней интенсивности полосы в момент времени 0 (T0, установлен как 1).

(D) и (E) Крахмал (D) и мальтоза (E) Содержание в растениях дикого типа и areb1 areb2 abf3 по сравнению с контрольными растениями. Значения представляют собой средние значения ± стандартная ошибка ( n = 6). FW, свежий вес. Статистическая значимость, определенная с помощью непарных двусторонних тестов Стьюдента t : * P <0,05 для указанного сравнения; #P <0,05 мутант по сравнению с диким типом в указанные моменты времени; n.s., не имеет значения для указанного сравнения.

ABRE сохраняются в промоторах

BAM1 Ортологи

У Arabidopsis присутствие ABRE в промоторе BAM1 четко отличает BAM1 от BAM3. Чтобы определить, является ли это общей особенностью β-амилаз цветковых растений, мы просканировали промоторы ортологов BAM1 и BAM3 от 30 различных видов покрытосеменных на наличие консервативных мотивов последовательности, используя алгоритм MEME (Bailey et al. ., 2009). MEME выявил коллекцию консервативных мотивов в промоторах ортологов BAM1 , наиболее широко представленные из которых были обнаружены только у Eudicots и имели логотип последовательности CACGTGTC с очень значимым E-значением 3.6e-49 (рисунок 8A; дополнительный набор данных 1). Эта последовательность почти точно соответствовала мотиву ABRE (PyACGTGG / TC) (Zhang et al., 2005; Gómez-Porras et al., 2007), что указывает на то, что цис--действующие элементы ABRE консервативны в ортологах BAM1 из всех виды eudicotyledon, анализируемые здесь. Расстояние ABRE до стартового кодона трансляции (ATG) также сохранялось. В основном они были обнаружены в непосредственной близости от ATG в интервале от 100 до 400 п.н. (Рисунок 8B), что согласуется с наличием ABRE, о которых ранее сообщалось для генома Arabidopsis (Gómez-Porras et al., 2007).

Рисунок 8.

Беспристрастный биоинформатический анализ последовательностей ортологов-промоторов BAM1 .

(A) и (B) Промоторные области размером 1,5 т.п.н. BAM1-подобных генов от 30 видов покрытосеменных были проанализированы с использованием алгоритма MEME (http://meme.nbcr.net). Логотипы консервативных последовательностей ABRE и CE3-подобных, обнаруженные MEME, изображены в (A) и (B) , соответственно. Схема дает представление о том, какие позиции в мотиве наиболее консервативны (измеряются в битах).Высококонсервативные позиции в мотиве имеют старшие биты.

(C) Распределение ABRE и CE3-подобных цис -регуляторных элементов внутри анализируемых промоторов.

Второй мотив, консервативный во всех проанализированных промоторах ортологов BAM1, имел логотип последовательности CA / GCCG / AT / CCC (рис. 8C; дополнительный набор данных 1), который напоминал мотив, подобный элементу сцепления 3 (CE3) (Zhang et al. др., 2005; Гомес-Поррас и др., 2007). CE3-подобные мотивы обнаруживаются в промоторах многих ABA-чувствительных генов, часто связанных с ABRE.Первоначально считалось, что комбинация ABRE / CE3-подобных мотивов создает минимальный АБК-чувствительный комплекс, обеспечивающий отзывчивость АБК (Shen and Ho, 1995; Shen et al., 1996). Фактически, позже было показано, что ACGT-содержащие ABRE и CE3 являются функционально эквивалентными цис--действующими элементами, и что несколько ABRE или CE или комбинация ABRE с CE также могут придавать способность реагировать на ABA (Hobo et al., 1999) . В нашем анализе интересно, что хотя элементы ABREs практически отсутствовали в промоторах ортологов BAM1 однодольных растений, CE3-подобные мотивы присутствовали повсеместно (Рисунок 8B).Возможно, что ортологи BAM1 из однодольных растений могут быть индуцированы ABA в отсутствие элементов ABRE, например, через несколько мотивов CE. Эта гипотеза согласуется с недавним исследованием, показывающим, что у риса ( Oryza sativa ) мотивы CE3 чрезмерно представлены и в ~ 80 раз чаще, чем у Arabidopsis (Gómez-Porras et al., 2007). В промоторах генов ортологов BAM3 алгоритм MEME извлек консервативные последовательности, которые нельзя отнести ни к одному из известных регуляторных мотивов (дополнительный набор данных 1).В целом, этот анализ предполагает, что присутствие реагирующих на АБК элементов является консервативной особенностью генов ортологов BAM1 .

ОБСУЖДЕНИЕ

Критическая роль разложения крахмала в толерантности к осмотическому стрессу

Посевы и другие растения в естественных условиях обычно подвергаются воздействию широкого спектра абиотических и биотических стрессов, действующих одновременно или последовательно. Это приводит к высокой степени сложности реакции растений на стресс в полевых условиях, что часто затрудняет анализ отдельных компонентов.В этом исследовании использование систем гидропоники и агаровых чашек позволило нам изучить эффекты осмотического стресса как на листья, так и на корни и определить роль вызванного стрессом разложения крахмала на метаболизм растения в целом. Несмотря на то, что полевые условия сильно отличаются от контролируемых условий, используемых в лаборатории, наше открытие раскрывает важную функцию крахмала в устойчивости растений к осмотическому стрессу и выделяет две гидролазы крахмала, AMY3 и BAM1, как цели для будущих исследований в полевых условиях.

Мы представляем доказательства того, что снижение накопления крахмала в растениях Arabidopsis, подвергшихся краткосрочному высокому осмотическому стрессу, по крайней мере частично, является результатом индуцированной деградации крахмала, ведущей к производству мальтозы, основного катаболита крахмала ( Рисунки 1B и 1C). У мутантов, лишенных AMY3 и BAM1, этот метаболический стрессовый ответ был устранен, и накопление крахмала было таким же, как в контрольных условиях (Фигуры 1B и 1C). Кроме того, уровни мальтозы в не содержащем крахмала мутанте Arabidopsis мкг оставались неизменными в ответ на осмотический стресс (дополнительная фигура 2).Одновременно с индукцией разложения крахмала растения дикого типа реагировали на осмотический стресс, накапливая высокие уровни сахаров и пролина в листьях (дополнительный рисунок 7), предположительно для осмотической регулировки и снабжения энергией для поддержания жизнеспособности клеток и метаболической активности (Couée et al., 2006; Verslues, Sharma, 2011). Наши данные предполагают, что большая часть этих осмолитов образовалась в результате фотосинтетической ассимиляции углерода и только частично в результате гидролиза крахмала. Во-первых, amy3 bam1 растений имели лишь незначительное нарушение накопления сахара в листьях во время стресса и не демонстрировали отличий от растений дикого типа в накоплении пролина в листьях (дополнительная фигура 7).Более того, наши эксперименты по маркировке ¹⁴ C показали, что распределение углерода в растворимой нейтральной фракции листьев во время стресса было сходным у растений дикого типа и растений amy3 bam1 (рис. 3D). В соответствии с этим, мы наблюдали, что осмотический стресс вызвал только временное снижение операционной эффективности ФСII (ФПСII), которое было сходным для двух генотипов (дополнительная таблица 3) и, что важно, не препятствовало способности растений ассимилировать ¹⁴ СО ₂ .Однако сахар может также накапливаться в листьях из-за снижения потребности, вследствие ограничения роста побегов (Hummel et al., 2010) или из-за снижения биосинтеза крахмала (Geigenberger et al., 1997). Это может быть вызвано изменениями в фосфорилированных промежуточных соединениях, особенно в 3-фосфоглицерате, восстановление которого инактивировало бы АДФ-глюкозопирофосфорилазу, регулируемый фермент биосинтеза крахмала (Heldt et al., 1977). Снижение уровня 3-фосфоглицерата при стрессе может быть результатом нарушения фотосинтеза (Kaplan and Guy, 2005; Scarpeci and Valle, 2008) или активации биосинтеза сахарозы в ответ на стресс через фосфат синтазы сахарозы (Geigenberger et al., 1997), которые будут соревноваться за ассимиляты. Действительно, было продемонстрировано, что фосфорилирование фосфата сахарозосинтазы является механизмом активации этого фермента при осмотическом стрессе в листьях шпината (Toroser and Huber, 1997).

Основные различия между диким типом и amy3 bam1 были очевидны в количестве углерода, направляемого к корню при осмотическом стрессе. Это было заметно ниже у мутанта по сравнению с диким типом, особенно после 4 часов обработки маннитом (рис. 3B).Следовательно, amy3 bam1 имел пониженные уровни сахаров и пролина в корнях (рис. 4). Возможно, что деградация крахмала в листьях необходима для увеличения экспорта углерода к корням во время осмотического стресса (рис. 9). Однако нельзя исключить, что amy3 bam1 страдает дополнительными дефектами, такими как нарушение загрузки флоэмы и транспорт сахара на большие расстояния, которые вносят вклад в сложность наблюдаемого фенотипа. Снижение экспорта углерода в amy3 bam1 , скорее всего, повлияло на способность корня поглощать воду и питательные вещества из среды (дополнительный рисунок 6; рисунок 9).В одном из ранних исследований сообщалось, что захват неорганических ионов регулирует тургор в клетках эпидермальных корней Arabidopsis, подвергшихся осмотическому стрессу (Shabala and Lew, 2002). Таким образом, экспорт углерода в корень во время осмотического стресса может обеспечить энергию, необходимую для этого поглощения, помимо непосредственного вклада в осмотическое регулирование корня.

Рисунок 9.

Предлагаемая модель механизма разложения крахмала и регуляции во время осмотического стресса.

В ответ на стресс ABA запускает транскрипцию BAM1 и AMY3 через ABA-зависимый сигнальный путь AREB / ABF-SnRK2.Это приводит к быстрому синтезу белка de novo BAM1 и увеличению амилолитической активности, хотя посттрансляционные модификации также могут вносить свой вклад. Фракция мальтозы, высвобождаемая из крахмала в результате синергетического действия BAM1 и AMY3, экспортируется в цитозоль и метаболизируется в сахарозу и свободные гексозы. Затем сахароза отправляется к корню для поддержки осмотического регулирования, поглощения воды и питательных веществ и роста корня. Оставшиеся сахара, включая немного мальтозы и дополнительные сахара, возникающие в результате ассимиляции углерода, сохраняются в листьях для осмотической регулировки, снабжения энергией и защиты фотосинтетического аппарата от окислительного стресса.

Также повлияло на рост корней. В то время как растения дикого типа реагировали на осмотический стресс увеличением отношения корней к побегам, соотношение в amy3 bam1 оставалось неизменным по сравнению с нестрессовыми условиями (рис. 2F). Регулировка роста корней в условиях стресса является важной стратегией выживания, позволяющей растениям расширять корни (за счет роста побегов) для увеличения способности поглощать питательные вещества и воду (Wu and Cosgrove, 2000; Rogers and Benfey, 2015; Roycewicz and Malamy, 2012).Наши результаты согласуются с этими наблюдениями и показывают функцию разложения крахмала в контроле роста корней в ответ на осмотический стресс (рис. 9).

Дифференциальная регуляция и субфункционализация изоформ определяют адаптивную пластичность метаболизма растительного крахмала

Два близких гомолога, BAM1 и BAM3, по-разному регулируются в ответ на абиотические стрессы (рисунок 1D; дополнительный рисунок 13) (Maruyama et al., 2009; Каплан и Гай, 2004; Монро и др., 2014). Экспрессия гена BAM3 индуцируется холодовым стрессом, тогда как экспрессия BAM1 индуцируется теплом и осмотическим стрессом. Наиболее очевидная интерпретация этой дифференциальной регуляции транскрипции состоит в том, что деградация крахмала может быть вызвана разными сигналами. Исследования мутантов подтверждают гипотезу о том, что индукция BAM1 критически важна для реакции на осмотический стресс. Как впервые сообщили Valerio et al. (2011), мы также обнаружили, что мутанты bam1 и обладают сниженной деградацией крахмала в ответ на кратковременную обработку маннитом (Фигуры 1B и 1C).Напротив, мутанты bam3 и , хотя и нарушены при нормальной деградации крахмала в ночное время (дополнительная фигура 3), могут активировать экспрессию BAM1, и деградацию крахмала в условиях осмотического стресса (фигуры 1B и 1C; дополнительная фигура 4), показывая, что BAM3 не является часть пути деградации крахмала, вызванного осмотическим стрессом. Похожая ситуация была обнаружена в охранных камерах. В стандартных условиях роста BAM1 предпочтительно и высоко экспрессируется в замыкающих клетках, тогда как BAM3 значительно менее распространен (Horrer et al., 2016). В соответствии с паттерном экспрессии гена, мутанты bam1 имеют повышенные уровни крахмала замыкающих клеток по сравнению с диким типом, тогда как bam3 накапливает крахмал в этом типе клеток аналогично дикому типу (Horrer et al., 2016; Valerio et al. , 2011). В целом эти данные указывают на то, что BAM1 и BAM3 активны в разных условиях и в зависимости от типа клеток. Произошла субфункционализация среди членов семейства β-амилаз, что в значительной степени способствовало способности растения регулировать оборот крахмала в соответствии с потребностями отдельных клеток и в ответ на внешние раздражители окружающей среды (Monroe et al., 2014; Занелла и др., 2016; Хоррер и др., 2016).

Помимо субфункционализации, синергизм между ферментами разложения крахмала также имеет решающее значение для определения адаптивной пластичности крахмала. Недавно мы показали, что BAM1 и AMY3 работают синергетически в замыкающих клетках, разлагая крахмал во время открытия устьиц (Horrer et al., 2016). Здесь мы сообщаем, что AMY3 также участвует с BAM1 в опосредовании распада крахмала в листьях в ответ на осмотический стресс. Примечательно, что потеря обоих ферментов не влияет на метаболизм крахмала в нормальных условиях (дополнительный рисунок 3), но полностью блокирует деградацию крахмала в замыкающих клетках (Horrer et al., 2016) или в листьях при осмотическом стрессе (рисунки 1B и 1C). Эти контрастирующие фенотипы намекают на сложную сеть дифференциальной регуляции, которая определяет субфункционализацию среди ферментов деградации крахмала, при этом некоторые из них необходимы для мобилизации крахмала в ответ на стресс, а другие необходимы для нормальной ночной деградации крахмала в листьях или для дневной деградации крахмала в листьях. замыкающие клетки.

Предыдущая работа предполагает, что это могут быть не только паттерны экспрессии генов, но и характеристики самих ферментов, кодируемых BAM1 и AMY3, которые отличают их от других ферментов, разлагающих крахмал, и делают их пригодными для разложения крахмала в дневное время.Например, оба фермента регулируются окислительно-восстановительным процессом, благодаря чему они могут быстро активироваться за счет восстановления через управляемую светом систему ферредоксин-тиоредоксин (Sparla et al., 2006; Seung et al., 2013). Кроме того, оба фермента предпочтительно активны при слабощелочном pH (Seung et al., 2013; Sparla et al., 2006; Monroe et al., 2014; Santelia et al., 2015). Таким образом, восстанавливающая среда и щелочной pH стромы, создаваемые фотосинтетической цепью переноса электронов на свету (Heldt et al., 1973; Buchanan and Balmer, 2005), будет способствовать активности BAM1 и AMY3. Напротив, нет доказательств окислительно-восстановительной регуляции BAM3, и фермент имеет оптимальную активность при менее щелочном pH (Santelia et al., 2015; Monroe et al., 2014). Кроме того, крупномасштабное профилирование сайт-специфического фосфорилирования белков Arabidopsis выявило наличие одного или нескольких сайтов фосфорилирования как на белках BAM1, так и на AMY3 (de la Fuente van Bentem et al., 2008; Reiland et al., 2009; Xue et al. ., 2013; Heazlewood et al., 2008). Учитывая быструю активацию деградации листового крахмала в ответ на осмотический стресс, вполне вероятно, что посттрансляционные модификации, такие как фосфорилирование белка или окислительно-восстановительная регуляция, сыграли важную роль в активации BAM1 и AMY3 на свету. Это было бы особенно важно для AMY3, поскольку в листьях уже было относительно много белка, и при обработке не было обнаружено никаких изменений в уровнях белка (дополнительный рисунок 5).

Наконец, следует отметить, что, вероятно, существуют факторы, необходимые для разложения крахмала в условиях осмотического стресса, отличные от BAM1 и AMY3.Например, ферменты, опосредующие фосфорилирование и дефосфорилирование крахмала, процесс, который предшествует его разрушению амилазами, могут потребоваться для деградации, вызванной осмотическим стрессом, а также для нормальной деградации в ночное время (Yano et al., 2005; Silver et al. , 2014; Kötting et al., 2010). Однако сообщалось, что GWD, который фосфорилирует положение C6 глюкозильных остатков (Ritte et al., 2006), участвует в индуцированном холодом развитии толерантности к замораживанию (Yano et al., 2005), как и BAM3 (Kaplan и Гай, 2004).Таким образом, вполне вероятно, что определенная степень субфункционализации также существует в ферментах фосфорилирования глюкана с GWD, необходимым для мобилизации крахмала при холодовом стрессе, и PWD, который фосфорилирует положения C3, необходимые для активации разложения крахмала при осмотическом воздействии. стресс.

АБК — первичный сигнал деградации крахмала в листьях в ответ на осмотический стресс

Одним из ключевых событий в ответах на осмотический стресс является быстрое, временное накопление АБК, которое способствует закрытию устьиц и экспрессии АБК-чувствительных генов, защищающих растения от дальнейшей потери влаги и повреждения.Несколько транскриптомных анализов сообщили о ABA-зависимой индукции множества генов, связанных со стрессом дегидратации, а также некоторых из них, участвующих в первичном углеводном обмене (Böhmer and Schroeder, 2011; Kempa et al., 2008; Matsui et al., 2008; Choudhury и Лахири, 2011; Урано и др., 2009; Фуджита и др., 2011). Здесь мы показали, что BAM1 и AMY3 являются мишенями для ABA / осмотически зависимого пути AREB / ABF-SnRK2 и что ABA требуется для индуцированного осмотическим стрессом разложения крахмала в листьях (рис. 9).Экзогенно примененная АБК индуцировала экспрессию BAM1 и AMY3 в диком типе, но не в мутантах, лишенных ключевых компонентов листового АБК / осмотически-зависимого сигнального пути (рис. 7A) (Yoshida et al., 2014; Fujii and Zhu, 2009 г.). Соответственно, экзогенно применяемая АБК стимулировала деградацию крахмала у дикого типа, но не у двойного мутанта amy3 bam1 (рисунки 5D и 5E), и этот эффект, по-видимому, не зависел от вызванного АБК закрытия устьиц (рисунок 5F).Таким образом, активация BAM1 и AMY3 в ответ на ABA (рисунки 5B и 5C; дополнительная фигура 5) индуцирует деградацию крахмала. Наконец, индуцированная осмотическим стрессом деградация крахмала была отменена у мутантов nced3 и aba2 , но не у мутантов, лишенных AAO3 (Фигуры 6A и 6B; дополнительная фигура 10). Учитывая, что основное различие между этими биосинтетическими мутантами по АБК заключается в их способности накапливать АБК в ответ на стресс (Seo et al., 2000; Iuchi et al., 2001; Urano et al., 2009), наши данные предполагают, что отсутствие стресс-индуцированной деградации крахмала в nced3 и aba2 было специфически вызвано полным отсутствием накопления АБК. Это подтверждается наблюдением, что индуцированная стрессом индукция транскрипции BAM1 и AMY3 была существенно нарушена в nced3 , но не в aao3 (фиг. 6C). Эти наблюдения согласуются с предыдущими транскриптомными и метаболическими данными и приводят к выводу, что биосинтез de novo АБК является триггером деградации крахмала на свету в ответ на осмотический стресс.

Промоторы BAM1 и AMY3 содержат мотивы ABRE, которые отсутствуют в промоторе BAM3 (дополнительный набор данных 1), что согласуется с наблюдением, что BAM3 не индуцируется ABA. Пары ортологов BAM1 и BAM3 обнаруживаются в геномах нескольких покрытосеменных, что указывает на то, что субфункционализация изоформ BAM является общей чертой цветковых растений (Monroe et al., 2014; Fulton et al., 2008). Интересно, что биоинформатический анализ промоторов ортологов BAM1 и BAM3 из 30 различных видов растений с использованием алгоритма MEME (Bailey et al., 2009) выявили обогащение ABRE-элементами в непосредственной близости от кодона ATG во всех исследованных BAM1-подобных промоторах гена , за исключением промотора злаков, где вместо CE3-подобных ABA-чувствительных элементов были обнаружены элементы (рис. ; Дополнительный набор данных 1). Кроме того, ABRE или CE3 отсутствовали во всех исследованных промоторах гена BAM3-подобного (дополнительный набор данных 1). Это предполагает, что присутствие АБК-чувствительных элементов является консервативной особенностью ортологов BAM1 и что регуляция деградации крахмала с помощью АБК во время стресса посредством пути AREB / ABF-SnRK2, скорее всего, является консервативным механизмом для многих видов растений.

МЕТОДЫ

Растительные материалы и условия роста

В данном исследовании использовались следующие Arabidopsis thaliana мутанты со вставкой Т-ДНК: bam1 (Salk_039895), bam3 (CS92461) (Fulton et al., 2008) (Fulton et al., 2008) , amy3-2 (Sail_613 D12) (Yu et al., 2005), amy3 bam1 (Horrer et al., 2016), snrk2.2 snrk2.3 snrk2.6 (Fujii and Zhu, 2009) , areb1 areb2 abf3 (Yoshida et al., 2010), aao3-4 (Salk_072361) (Seo et al., 2004), nced3 (GABI_129B08) (Wan and Li, 2006) и aba2-1 (G1464A) (Léon-Kloosterziel et al., 1996). Экотип Arabidopsis Columbia-0 (Col-0) использовали в качестве дикого типа во всех экспериментах.

Растения выращивали в почве или в гидропонной культуре, как описано ранее (Kölling et al., 2015), в камере с контролируемой средой (KKD Hiross, CLITEC Boulaguiem) в цикле 12 часов света / 12 часов темноты с постоянная температура 23 ° C, относительная влажность 45% и равномерное освещение 120 мкмоль м ^-2 с ^-1 (Osram L36W / 965 Biolux и Osram L36 / W77 Biolux в соотношении 3: 1; непрерывные спектры) .Чтобы вызвать осмотический стресс, 3-недельные растения, выращенные на гидропонике, переносили в питательный раствор с добавлением 300 мМ маннита или 300 мМ сорбита на 4 часа, начиная с 3 часов света. Розетки и корни собирали отдельно в указанные моменты времени для дальнейшего анализа. В качестве контроля часть растений содержалась в питательном растворе без осмотических агентов и собиралась в одни и те же моменты времени. Альтернативно, стерилизованные семена проращивали на вертикальных пластинах MS половинной прочности, содержащих 0.8% (мас. / Об.) Агар. Через шесть дней после прорастания проростки с такой же длиной корня переносили еще на 9 дней в чашки MS, необязательно с добавлением 300 мМ маннита. Первичные корни измеряли с помощью подключаемого модуля ImageJ NeuronJ (Meijering et al., 2004) для определения скорости роста. Для обработки АБК трехнедельные растения, выращенные на гидропонике, опрыскивали 100 мкМ АБК-КОН в 0,01% (об. / Об.) Твин 20 или имитирующим раствором, начиная через 3 часа света, и розетки собирали в разное время. баллы для дальнейшего анализа.

qPCR Анализ уровней транскриптов

Общую РНК экстрагировали из листьев с использованием набора RNeasy Plant Mini (Qiagen) в соответствии с инструкциями производителя. После обработки ДНКазой-I 1 мкг общей РНК каждого образца использовали для получения кДНК с использованием обратной транскриптазы M-MLV и праймеров олиго (dT) (Promega). Количественную ПЦР проводили с использованием мастер-микса SYBR green с помощью системы 7500 Fast Real-Time PCR System (Applied Biosystems). Реакции проводили в трех экземплярах с тремя различными препаратами кДНК, и программное обеспечение оптической системы iQ5 прибора использовалось для определения порогового цикла (Ct).Ген-специфические транскрипты были нормализованы к гену Actin2 ( ACT2 ; At3g18780) и количественно определены методом ΔCt (Ct интересующего гена — Ct гена ACT2 ). Кривые диссоциации зеленого SYBR в реальном времени показали один вид ампликона для каждой комбинации праймеров, перечисленных в дополнительной таблице 4.

Окрашивание йодом

Четырехнедельные розетки Arabidopsis собирали в конце дня или в конце ночи и инкубировали в 80 раз. % (об. / об.) этанола в течение 12 ч для удаления хлорофилла.Очищенные растения промывали водой и окрашивали раствором Люголя (Sigma-Aldrich) в течение 10 мин.

Количественное определение крахмала и растворимых в листьях сахаров

Розетки растений, выращенных в гидропонной культуре или в почве, собирали в жидкий N ₂ и экстрагировали 0,7 М хлорной кислотой, как описано ранее (Hostettler et al., 2011). Крахмал в нерастворимой фракции определяли путем измерения количества глюкозы, высвобожденной при обработке α-амилазой и амилоглюкозидазой (обе фирмы Roche).Сахара (мальтоза, глюкоза, фруктоза и сахароза) в растворимой фракции определяли с помощью HPAEC-PAD (Dionex ICS-5000; Thermo Scientific). Образцы нейтрализованной растворимой фракции (200 мкл) наносили последовательно на 1,5 мл колонки с катионитом Dowex 50 W и анионитом Dowex 1 (Sigma-Aldrich). Нейтральные соединения элюировали 5 мл воды, лиофилизировали, повторно растворяли в 200 мкл воды и разделяли на колонке CarboPac PA20 в системе ICS-3000 (Dionex), как описано ранее (Egli et al., 2010). Пики идентифицировали путем соэлюции с известными стандартами мальто-олигосахаридов, а площади определяли с помощью программного обеспечения прибора Chromeleon.

Количественное определение растворимых в корнях сахаров

Измерения содержания сахара в корнях проводили на 3-недельных растениях, выращенных на гидропонике, необязательно с добавлением 300 мМ маннита в течение 2 или 4 часов. В указанные моменты времени корни трех растений собирали и объединяли, кратковременно промывали деионизированной водой для удаления остаточного маннита, взвешивали и быстро замораживали в жидкости N ₂ .Корни измельчали, пока все еще замораживали, с помощью Mix Mill MM-301 (Retsch) и экстрагировали 1 мл 80% (об. / Об.) Этанола в течение 15 минут при 80 ° C. Осадок последовательно промывали 0,5 мл 50% (об. / Об.) Этанола, 20% (об. / Об.) Этанола и деионизированной воды. Супернатанты от каждой промывки объединяли, сушили под вакуумом и ресуспендировали в 200 мкл воды. Количество глюкозы, фруктозы и сахарозы определяли ферментативно, адаптируя существующий метод (Viola and Davies, 1992). Вкратце, 15 мкл образцов добавляли к 183 мл 50 мМ буфера HEPES, pH 7.5, содержащий 1 мМ АТФ, 1 мМ НАД и 1 мМ MgCl ₂ . Для измерения глюкозы использовали гексокиназу (Roche) и глюкозо-6-фосфатдегидрогеназу (Roche) для преобразования глюкозы в 6-фосфоглюконат с сопутствующим восстановлением НАД до НАДН, которое контролировали спектрофотометрически при 340 нм. Затем добавляли фосфоглюкоизомеразу (Roche) для определения количества фруктозы. Наконец, добавляли инвертазу (Sigma-Aldrich) для расщепления сахарозы на фруктозу и глюкозу. Дальнейшее увеличение OD ₃₄₀ представляло сахарозу.

¹⁴ CO ₂ Pulse-Chase Labeling

Эксперименты по маркировке всего растения проводили с 3-недельными растениями, выращенными на гидропонике, необязательно с добавлением 300 мМ маннита в течение 2 или 4 часов. Растения были помечены, как описано ранее (Kölling et al., 2015), с использованием герметичной камеры из оргстекла, освещенной 120 мкмоль м ^-2 с ^-1 . ¹⁴ CO ₂ (300 мкКи) подавали в течение 60 минут либо в начале стресса (после 3 часов света), либо в середине стрессовой обработки (после 5 часов света), после чего Камеру из оргстекла открыли, и растения держали на нормальном воздухе в течение 60 минут (см. Фигуру 3А для схематического представления установки для маркировки).После погони розетки и корни собирали отдельно, разные ткани фракционировали между водорастворимыми (нейтральными, кислотными и основными), растворимыми в этаноле и нерастворимыми (крахмал и клеточная стенка) соединениями, и определяли температуру ¹⁴ C как описанный ранее (Kölling et al., 2013).

Количественное определение пролина

Содержание свободного пролина в розетках и корнях растений, выращенных на гидропонике в контрольных условиях или подверженных маннитовому стрессу, измеряли путем адаптации существующего метода (Bates et al., 1973). Короче говоря, 200 мкл растворимой фракции из измерений сахара были смешаны с 800 мкл воды, 1 мл ледяной уксусной кислоты и 1 мл реагента нингидрина (2,5% нингидрина в смеси 6: 3: 1 ледяной уксусной кислоты. : вода: ортофосфорная кислота). Образцы инкубировали в течение 1 ч при 90 ° C, охлаждали до 25 ° C, смешивали с равным объемом толуола и интенсивно перемешивали. После разделения фаз 1 мл верхней органической фазы переносили в кварцевую кювету и оптическую плотность при 546 нм измеряли спектрофотометрически.Калибровочная кривая была построена с использованием различных концентраций пролина в качестве стандарта.

Измерение уровней эндогенной АБК

Содержание эндогенной АБК измеряли в листьях растений, выращенных на гидропонике, с обработкой маннитом или без нее в течение 4 часов. Образцы были извлечены и измерены, как описано в (Großkinsky et al., 2014).

Относительное содержание воды

Относительное содержание воды измеряли в листьях 3-недельных гидропонно выращенных растений с обработкой маннитом или без нее и использовали в качестве меры потери воды в ответ на стресс.Розетки взвешивали во время отбора проб (свежая масса) и после инкубации в деионизированной воде в течение 24 часов (регидратированная масса). Также измеряли сухую массу через 24 часа при 50 ° C. Водный статус растений оценивали по относительному содержанию воды [(свежая масса — сухая масса) / (регидратированная масса — сухая масса) * 100].

Осмоляльность (π)

Для измерения концентрации осмолита листья трех растений объединяли, подвергали пяти циклам замораживания / оттаивания, а затем механически измельчали.После центрифугирования в течение 10 минут при 16000 g при 4 ° C, 10 мкл разбавленного супернатанта (обычно 1: 3) использовали для определения осмоляльности с помощью микроосмометра (Advance Instruments).

Определение F

_v / F _m и ΦPSII

Переходные процессы флуоресценции хлорофилла Col-0 и amy3 bam1 листьев в ответ на осмотический стресс измеряли с использованием FluorCam 800MF (Photo Systems Instruments). Протокол измерения флуоресценции использует короткие (30 мкс) измерительные вспышки для измерения начальной минимальной флуоресценции (F _o ), исходящей от адаптированных к темноте листьев, с последующей сильной насыщающей вспышкой для 0.8 с измеряют максимальную флуоресценцию (F _m ). После 15 мин адаптации к темноте лист облучали актиничным светом в течение 4 мин. Три сильных вспышки насыщающего света исследовали эффективный квантовый выход (ΦPSII) во время воздействия актиничного света. Переходные процессы флуоресценции хлорофилла измеряли в указанные моменты времени у растений, подвергшихся стрессу 300 мМ маннита или содержащихся в контрольном питательном растворе. Программное обеспечение для обработки изображений, интегрированное с FluorCam (www.psi.cz), использовалось для обработки захваченных изображений ChlF с временным разрешением.Числовое значение каждого параметра ChlF определяли путем интегрирования его по измеренной площади листа по следующей формуле: F _v / F _m = (F _m — F _o ) / F _m ; ΦPSII = F _m ‘- F’ / F _m ‘, где F _m ‘ — максимальная флуоресценция адаптированных к свету листьев, а F ‘- эмиссия флуоресценции адаптированных к свету листьев.

Stomatal Width

Для измерения устьичной ширины эпидермальные пилинги, изолированные с абаксиальной стороны средней части листа 6, наклеивались на покровное стекло с помощью нетоксичного медицинского адгезива (Medical Adhesive B Liquid, VM 355-1, Ulrich Swiss) .Адаксиальный эпидермис и слои мезофилла были аккуратно удалены. Покровные стекла с приклеенным абаксиальным эпидермисом промывали 10 мМ MES-KOH, pH 6,15, и сразу же визуализировали устьица с помощью инвертированного микроскопа (Nikon Eclipse TS100) при 40-кратном увеличении. Ширина устьичного канала измерялась вручную с помощью программного обеспечения ImageJ (v 1.42q, NIH USA; http://rsbweb.nih.gov/ij/). Было сделано около 20 снимков на лист и на определенный момент времени, и было измерено более 50 значений ширины устьиц.

Нативный ПААГ и окрашивание активности

Целые розетки гидропонно выращенной культуры собирали в указанные моменты времени и замораживали в жидкости N ₂ .Розетки измельчали ​​с помощью Mix Mill MM-301 (Retsch) и инкубировали в течение 30 минут при 4 ° C в буфере для экстракции (50 мМ Трис-HCl, pH 7,5, 1 мМ CaCl ₂ , 1 мМ MgCl ₂ , 5 мМ DTT и 1 × полный ингибитор свободной протеазы EDTA [Roche]; 300 мкл на 100 мг сырой массы) в течение 30 мин при 4 ° C. Нерастворимый материал удаляли центрифугированием при 15000 g в течение 5 мин. Содержание белка определяли количественно с использованием набора BCA Protein Assay (Thermo Scientific), и 5 мкг белка загружали в гели для PAGE.Для нативного PAGE разделяющиеся гели содержали 7,5% (мас. / Об.) Акриламида, 9% (об. / Об.) Глицерина, 375 мМ трис-HCl, pH 8,8 и 0,1% (мас. / Об.) Амилопектина. Укладывающий гель содержал 3,75% (мас. / Об.) Акриламида, 63 мМ трис-HCl, pH 6,8 и 0,1% (мас. / Об.) Амилопектина. Белковые экстракты из листьев смешивали с загрузочным буфером для PAGE (конечная концентрация 50 мМ трис-HCl, pH 6,8, 3% [об. / Об.] Глицерина и 0,005% [мас. / Об.] Бромфенолового синего) и наносили на гель (5 мкг. белок). После 3-часового электрофореза при 4 ° C и постоянном напряжении 120 В гели один раз промывали восстанавливающим буфером для инкубации (100 мМ HEPES-KOH, pH 7.5, 1 мМ CaCl ₂ , 1 мМ MgCl ₂ и 5 мМ DTT), а затем инкубировали в течение 2 ч в том же буфере при 25 ° C. Гели окрашивали в течение 16 ч при 4 ° С в растворе Люголя. Лишнее пятно удалили несколькими стирками в холодной воде.

Иммунодетекция и количественное определение белка BAM1 и AMY3

Розетки контрольных и обработанных ABA растений собирали в микроцентрифужные пробирки, содержащие три стеклянных шарика, и хранили замороженными при -80 ° C перед анализом. Ткань измельчали ​​до мелкого порошка с помощью Mix Mill.Среда для экстракции белка (40 мМ Трис-HCl, pH 6,8, 5 мМ MgCl ₂ и коктейль ингибиторов протеазы [Roche]) добавляли к порошку в соотношении 1 мл на 100 мг ткани. Нерастворимый материал центрифугировали при 20000 г в течение 5 минут, и растворимые белки собирали в супернатанте. Белок (5 мкг) загружали в гели SDS-PAGE и проводили электрофорез с использованием стандартных протоколов. Для иммуноблоттинга белки переносили на PVDF-мембрану после SDS-PAGE. Белок BAM1 был обнаружен с использованием поликлонального кроличьего антитела (Eurogentec), индуцированного против рекомбинантного His-меченного белка BAM1 Arabidopsis, который был экспрессирован и очищен от Escherichia coli .Антитела, специфичные к BAM1, очищали аффинно из антисыворотки против рекомбинантного белка BAM1, конъюгированного с NHS-активированной сефарозой (GE healthcare). Очищенное антитело использовали в разведении 1: 10 000. AMY3 был обнаружен с использованием поликлональных антител, индуцированных против рекомбинантного белка AMY3 (Yu et al., 2005), в разведении 1: 3000. Полосы визуализировали с помощью хемилюминесцентного детектирования. Количественная оценка интенсивности полос проводилась с использованием функции денситометрии программного обеспечения ImageJ.

Номера доступа

Данные о последовательностях из этой статьи можно найти в библиотеках GenBank / EMBL под номерами доступа: ACT2 (At3g18780), RD29A , (At5g52310), BAM1 (At3g239203), At1g69830), BAM3 (At4g17090), PGM (At5g51820), NCED3 (At3g14440), ABA2 (At1g52340), AAO3 (At2g762 AREB3 (At2g762 AREB) (At2g762 AREB) ), ABF1 (At1g49720), ABF3 (At4g34000), SNRK2.2 (At3g50500), SNRK2.3 (At5g66880) и SNRK2.6 (At4g33950).

Признаки, связанные с повышенным накоплением крахмала в корнях кассавы

Выращивание маниока и отбор образцов тканей

Использовались два сорта маниоки: h224 и F01. Растения маниоки начали выращивать на стеблях и выращивали на экспериментальном поле Сельскохозяйственного колледжа Университета Гуанси в период вегетации 2010–2011 гг. С использованием традиционных методов выращивания и обработки.Отбор образцов или анализ проводился в 10:00 на растениях одинакового размера, которые были из областей немаргинального воздействия на экспериментальном поле на четырех стадиях роста «проростков», формирования корневой системы, образования корней и созревания крахмала.

Шестые листья без черешков, отсчитываемые от верхушки растений, использовали в качестве образцов листьев. Поверхность корня была тщательно очищена от глины и удалена кора корня (перидерма). Затем корни быстро промывали стерильной водой перед забором ткани.Образцы ткани корня были взяты из целых волокнистых корней на первых двух стадиях роста «проростков» и формирования корневой системы или из тканей в средних частях запасающих корней на двух других стадиях роста — нарастания корня и созревания крахмала. Корни хранения делали поперечное сечение для отбора образцов ткани веерообразным способом, при этом длина дуги веерообразных тканей составляла 1/8 периметра поперечного сечения.

Образцы стеблей были взяты из частей стеблей на высоте 10–20 см над землей, и старая кора стеблей была удалена перед использованием.

Образцы пазух шестых листьев, считая от верхушки растений, были взяты из тканей, расположенных на стыке стеблей и черешков.

Аликвоты отобранных тканей немедленно замораживали в жидком азоте и затем хранили при –80 ° C для биохимических анализов, в то время как другие аликвоты отобранных тканей немедленно фиксировали для парафинового среза в фиксаторе, содержащем 90 мл 70% этанола, 5 мл. ледяная уксусная кислота и 5 мл 37% формальдегида.

Анализ содержания крахмала

Ткани погружали на 12 часов в безводный этанол для удаления мешающего окрашенного вещества, сушили в течение 12 часов при 60 ° C в полностью измельченном состоянии.Затем полученный тканевый порошок просеивали через сито 60 меш. Аликвоту 20 мг тканевого порошка добавляли к 8 мл 2 М КОН с последующим нагреванием в течение 15 минут на водяной бане при 70 ° C. Смесь доводили до pH 3,0 с помощью 2 M HCl, а затем до 25 мл стерильной сверхчистой водой. Аликвоту смеси порошок – раствор объемом 4 мл объединяли с 1 мл 1% раствора KI-0,1% I ₂ и давали реагировать в течение 15 мин при комнатной температуре. Затем содержание амилозы в реакционном растворе оценивали по значению оптической плотности (OD) при 620 нм по сравнению со стандартной кривой, построенной для OD _{620 нм} со стандартной амилозой (Sigma).Содержание амилопектина в реакционном растворе оценивали по значению OD _{, 550 нм,} по сравнению со стандартной кривой, построенной для OD _{, 550 нм,} со стандартным амилопектином (Sigma). Содержание амилазы или амилопектина в сухом веществе тканей рассчитывали по формуле: (%) = [(содержание (мг / л) реакционного раствора × 25 мл) / 20 мг] × 100%. Общее содержание крахмала в сухом веществе тканей было суммой амилозы и амилопектина.

Экстракция сырого фермента .Неочищенные экстракты AGPазы или крахмал-синтазы получали в соответствии с предыдущими методами ⁵¹ с небольшими модификациями. Вкратце, аликвота тканей 0,5 г была полностью гомогенизирована на льду в 1,5 мл предварительно охлажденного раствора, состоящего из 100 мМ Hepes-NaOH при pH 7,4, 8 мМ MgCl ₂ , 2 мМ ЭДТА, 12,5% (об. / v) глицерин, 5% (об. / об.) поливинилпирролидон и 50 мМ β-меркаптоэтанол. Полученный гомогенат центрифугировали 5 мин при 4 ° C и 10000 × g . Супернатант собирали и хранили при -20 ° C в виде сырых экстрактов AGPазы или крахмалсинтазы.

Неочищенный экстракт амилазы получали, как предыдущие методы. ⁵² с небольшими модификациями. Вкратце, аликвоту тканей 0,5 г полностью гомогенизировали на льду в предварительно охлажденных 10 мл 0,1 М лимонной кислоты при pH 5,6. Затем полученный гомогенат немедленно центрифугировали в течение 15 мин при 2200 × g при 4 ° C. Супернатант собирали и хранили при -20 ° C как неочищенный экстракт амилазы.

Сбор стеблевого сока флоэмы

Стебли на высоте 10–20 см над землей обрезали кольцами на 10 а.м. скальпелем. Это было сделано с осторожностью, чтобы не попасть в сердцевинные ткани стеблей. Как только сок флоэмы вытек из раны, его быстро собирали с помощью предварительно охлажденного пластикового шприца или иглы для шприца, потому что выделившийся сок легко сгущается из-за испарения воды. Собранный сок немедленно переносили в пробирку, которую помещали в жидкий азот и затем хранили при -80 ° C для дальнейшего анализа.

Анализ активности ферментов

Для определения активности AGPase аликвоту неочищенного ферментного экстракта объемом 20 мкл хорошо перемешивали с 110 мкл реакционного раствора, содержащего 100 мМ Hepes-NaOH, при pH 7.4, 5 мМ MgCI ₂ , 3 мМ пирофосфорной кислоты, 4 мМ дитиотреитола (DTT) и 1,2 мМ аденозиндифосфата глюкозы (ADPG) и оставляли реагировать в течение 20 минут на водяной бане при 30 ° C. Затем реакцию останавливали обработкой в ​​течение 30 с на водяной бане при 100 ° C. Реакционный раствор быстро охлаждали на бане с ледяной водой и затем центрифугировали в течение 10 мин при 10,000 × g при 4 ° C. Аликвоту надосадочной жидкости объемом 100 мкл добавляли к 5,2 мкл раствора, состоящего из 5,76 мМ никотинамидадениндинуклеотидфосфата (НАДФ) 0.07 U глюкозо-6-P-дегидрогеназы и 0,08 U β-глюкомутазы и дали возможность прореагировать в течение 10 мин на водяной бане при 30 ° C. Реакцию останавливали обработкой в ​​течение 30 с на водяной бане при 100 ° C. Параллельно проводили контроль в реакционной системе, состоящей из 20 мкл аликвоты неочищенного ферментного экстракта и стерильной деионизированной воды для коррекции фонового высвобождения глюкозы. Значения OD _{, 340 нм,} в реакционном растворе измеряли и нормализовали по значениям OD _{, 340 нм,} , полученным из контроля.Затем оценивали активность фермента с нормализованными значениями OD _{, 340 нм,} в реакционном растворе по сравнению со стандартной кривой концентрации, установленной при 340 нм с серией 100 мМ растворов Hepes-NaOH с градиентными концентрациями НАДФН.

Для исследования активности синтазы крахмала аликвоту ферментного экстракта объемом 20 мкл смешивали с 36 мкл раствора, состоящего из 50 мМ Hepes-NaOH при pH 7,4, 15 мМ DTT, 0,7 мг амилопектина и 1,6 мМ ADPG, и давали реагировать в течение 20 минут. мин. Реакцию останавливали обработкой в ​​течение 30 с на водяной бане при 100 ° C, а затем быстро охлаждали на бане с ледяной водой.Охлажденный реакционный раствор дополнительно смешивали с 20 мкл раствора, содержащего 50 мМ Hepes-NaOH при pH 7,4, 1,2 U пируваткиназы, 4 мМ фосфоенолпирувата, 10 мМ MgC1 ₂ и 200 мМ KC, и давали реагировать в течение 20 мин в Водяная баня 30 ° C. Реакцию останавливали обработкой в ​​течение 30 с на водяной бане при 100 ° C. Реакционный раствор немедленно охлаждали до 0 ° C на бане с ледяной водой и затем центрифугировали в течение 10 мин при 10,000 × g при 4 ° C. Аликвоту надосадочной жидкости объемом 60 мкл смешивали с 43 мкл раствора, содержащего 50 мМ Hepes-NaOH, при pH 7.4, 2 мМ НАДФ, 10 мМ глюкозы, 0,35 ед. Глюкозо-6-P дегидрогеназы, 1,4 ед. Гексокиназы и 20 мМ MgC1, а затем дали возможность реагировать в течение 10 мин на водяной бане при 30 ° C. Реакцию останавливали обработкой в ​​течение 30 с на водяной бане при 100 ° C. Затем определяли активность крахмал-синтазы со значениями OD _{, 340 нм,} в реакционном растворе по сравнению со стандартной кривой концентрации, построенной с градиентными концентрациями НАДФН при 340 нм.

Для исследования активности амилазы аликвоту неочищенного ферментного экстракта объемом 1 мл равномерно распределяли по 48 пробиркам.Затем эти пробирки с экстрактами ферментов были разделены на две группы по 24 пробирки в каждой. Аликвоту 1 мл 1% растворимого крахмала (Sigma) добавляли в каждую пробирку в одной группе в качестве обработки, в то время как аликвоту 1 мл стерильной сверхчистой воды добавляли в каждую пробирку в другой группе в качестве контроля. Все 48 пробирок помещали на 5 мин в водяную баню при 40 ° C и затем в каждую добавляли аликвоту 3 мл раствора, состоящего из 1 г 3,5-динитросалициловой кислоты, 20 мл 2 M NaOH и 30 г соли Сеньета. трубка. Впоследствии объем раствора в каждой пробирке доводили до 100 мл стерильной сверхчистой водой.Пробиркам давали прореагировать в течение 10 минут на водяной бане с 30 ° C и в течение 10 минут на водяной бане с температурой 100 ° C для прекращения реакции, а затем немедленно охлаждали до 0 ° C на бане с ледяной водой. Значения OD _{, 540 нм,} , полученные во всех анализах, были нормализованы со значениями OD _{, 540 нм,} , взятыми из соответствующих контролей, проведенных в растворах без сырого ферментного экстракта. Затем оценивали активность амилазы по значениям OD _{, 540 нм,} в нормализованном реакционном растворе по сравнению со стандартной кривой концентрации, установленной при 540 нм с реакциями между 3,5-динитросалициловой кислотой и рядом градиентов концентрации мальтозы.

Количественное определение сахаров в тканях и соке флоэмы стеблей

Сахара в тканях и соке флоэмы стеблей определяли в соответствии с методами, описанными в литературе ^53,54 с некоторыми модификациями.

Ткани сначала запекали в течение 10 минут при 110 ° C для инактивации эндогенных ферментов, переваривающих сахар, а затем выдерживали при 80 ° C до высыхания. Высушенные ткани измельчали ​​в порошок и просеивали через сито 60 меш. Аликвоту 0,1 г просеянного порошка добавляли к 10 мл 80% этанола и затем помещали для экстракции в течение 30 минут на водяную баню при 80 ° C.Аликвоту полученного экстракта объемом 2 мл центрифугировали в течение 10 мин при 12 851 × g при 4 ° C. Аликвоту супернатанта объемом 1,5 мл концентрировали в пробирке Eppendorf ^® для концентратора 5301 (Eppendorf, Германия). Полученный концентрат растворяли в 1,5 мл стерильной сверхчистой воды с последующим центрифугированием в течение 10 мин при 12,851 × г . Супернатант фильтровали с использованием шприцевого фильтра Acrodisc (номер по каталогу: 4614, PALL). Затем фильтрат использовали для анализа сахаров с помощью системы высокоэффективного жидкостного хроматографа (ВЭЖХ), оснащенной прибором CBM-10A vp Plus (Shimadzu) в качестве модели детектора RID-10A, где в качестве колонки использовали Aminex HPX- Колонка 87P (Bio-Rad, Германия).Образец, загруженный в колонку, составлял 20 мкл. ВЭЖХ работали при скорости потока 0,6 мл / мин при температуре колонки 80 ° C. Используемые стандартные сахара были закуплены у Sangon Biotech (Шанхай, Китай).

Для сахаров в соке флоэмы стеблей аликвоту 15 мкл сока флоэмы стеблей разбавляли до 1,5 мл 80% этанолом, а затем центрифугировали в течение 10 минут при 10 621 × g при 4 ° C. Полученный супернатант концентрировали в вакуумном концентраторе. Концентрат растворяли 1.5 мл стерилизованной сверхчистой воды, затем профильтровали с помощью шприцевого фильтра Acrodisc. Полученный фильтрат использовали для анализа сахаров с помощью ВЭЖХ, как указано выше.

Анализ SFR

Мы провели анализ SFR на стебле в пределах 10 см над землей в суточном цикле продолжительностью 24 часа в солнечные дни с помощью системы Flow 32-1K ™ Sap Flow (Dynamax Inc., США), оснащенной датчик Dynagage, следуя параметрам по умолчанию программы F32-1K_30 min.cr1, предоставленной запоминающим устройством CR1000 системы Sap Flow.Вкратце, рабочие параметры для датчика: SGB16 для DG_Type (1), 99,6 для DG_HR (1), 5 для DG_dx (1), 0,54 для DG_Kst (1), 2,2686 для DG_SA (1), 2,0 для DG_IA (1) ), 0,5 для DG_LCutT (1), 152 для DG_HCutV (1) и 0,8 для D G_Ksh (1).

Наблюдения за гранулами крахмала, сосудистыми пучками ксилемы и PSP

Фиксированные фиксатором образцы ткани стеблей, корней и пазух листьев размером около 0,2 см ³ были исследованы и разделены на парафиновые срезы с помощью ручного ротационного микротома Leica RM2235 (Leica, Германия) по протоколам, установленным нашей лабораторией.Ткани листа и пазух листьев делали поперечные срезы, а ткани стебля — продольно. Ткани были нарезаны до толщины 10 мкм. Для наблюдения за гранулами крахмала в клетках срезы тканей окрашивали в обычном растворе I ₂ (2%) — KI (1%). Фотографии были сделаны на оптическом микроскопе BX41 (Olympus, Япония), оборудованном коллектором изображений Qimaging MicroPublisher 5.0 RTV.

qPCR

Суммарную РНК каждого образца экстрагировали из смеси равных количеств тканей трех отдельных растений с использованием бромида цетилтриметиламмония, содержащего 4% -меркаптоэтанол.Целостность РНК исследовали с помощью электрофореза в агарозном геле, а чистоту РНК оценивали путем измерения соотношений OD _{260 нм} / OD _{280 нм} и OD _{260 нм} / OD _{230 нм} . КДНК первой цепи синтезировали с экстрагированной РНК в качестве матрицы с использованием набора для синтеза первой цепи кДНК All-in-One ™ (GeneCopoeia, Китай), следуя инструкциям набора. Последующую количественную ПЦР проводили на системе iQ5 Real Time PCR Detection System (Bio-Rad, США) с использованием All-in-One ^TM qPCR Mix (GeneCopoeia, Китай).Подробные условия ПЦР в ПЦР представлены в дополнительной таблице S2.

Для каждого гена было сконструировано по крайней мере четыре пары специфичных для последовательности праймеров. Специфичность праймеров проверяли посредством анализа гомологии экспрессируемых тегов последовательности маниоки с общедоступной базой данных. Эффективность амплификации всех этих праймеров была предварительно протестирована, и только одна пара праймеров с наивысшей эффективностью амплификации была использована для кПЦР (дополнительная таблица S2). Оптимальную концентрацию ампликона определяли с помощью серийных разведений кДНК первой цепи, синтезированной перед ПЦР.Технически анализ экспрессии каждого гена повторяли трижды. Подробные циклы амплификации генов в qPCR перечислены в дополнительных таблицах S3, S4, S5, S6, S7, S8, S9 и S10.

Ген актина маниоки использовали в качестве внутреннего контроля в КПЦР для нормализации экспрессии гена. Контроли проводили параллельно в реакциях с реагентом смеси для ПЦР, но без матрицы кДНК, чтобы контролировать загрязнение реакционных систем. Относительный уровень экспрессии гена в тканях F01 определяли как сравнение корней (или стеблей) F01 с корнями F01.h224 корни (или стебли) на тех же стадиях роста и рассчитывается как 2 ^{−ΔΔCt (ΔCt} _F01 ^−ΔCt _h224 ). Дифференциальная экспрессия определялась в соответствии с кратностью отсечения ≥1,2 или ≤ − 1,2 при p <0,01.

Статистический анализ

Статистически значимое различие было проанализировано с помощью теста t при p <0,05 с использованием статистического программного обеспечения версии SPSS17.0 (SPSS Inc., США).

Сахароза или крахмал? — Энциклопедия окружающей среды

Рисунок 1.Интеграция фотосинтеза в хлоропласте. Первичные реакции, протекающие внутри тилакоидов, используют солнечную энергию для синтеза АТФ и НАДФН, которые соответственно обеспечивают химическую энергию и снижают мощность цикла Бенсона-Бассама-Кальвина, расположенного в строме. CO2 фиксируется в органических молекулах (фосфорилированных молекулах C3), которые выводятся из хлоропласта с образованием различных сахаров (включая сахарозу). Кислород выделяется при окислении воды. Поэтому поддержание пула хлоропластных фосфатов имеет важное значение для оптимального фотосинтеза.

На уровне хлоропластов фотосинтез потребляет воду, CO ₂ и производит кислород и — в случае растений C3 — фосфорилированные молекулы C3 (или триозофосфат) (рис. 1). Таким образом, хлоропласт теряет фосфат каждый раз, когда молекула триозофосфата экспортируется в цитоплазму. Однако фосфат необходим для синтеза АТФ в хлоропласте. Следовательно, поддержание пула фосфатов в хлоропласте важно для фотосинтеза. Как этого добиться?

1.Оболочка хлоропласта и регуляция фотосинтеза

Следовательно, молекулярные движения должны происходить между хлоропластами и цитоплазмой клеток, в которые они погружены. Здесь вступает в игру двухмембранная система (называемая оболочкой), окружающая хлоропласты. [1]

Рисунок 2. Схематическое изображение роли транслокатора фосфата оболочки при использовании триоз-фосфата (C3P), синтезируемого в строме. В нормальных условиях (A) каждая молекула триозофосфата экспортируется из хлоропласта в обмен на одну молекулу фосфата (Pi), высвобождаемую при синтезе сахарозы в цитоплазме (сахароза экспортируется в остальную часть растения).Когда сахароза больше не может быть экспортирована из клетки, концентрация фосфата в цитоплазме резко падает (B), фосфатный транслокатор оболочки больше не может экспортировать триоз-фосфат, продуцируемый циклом BBC: они затем используются в строме для образования крахмал (накапливающийся в хлоропласте). По материалам Douce and Joyard (1977)

Внутренняя оболочка мембраны контролирует движения многих молекул между стромой хлоропластов и цитоплазмой клетки. Таким образом, он направляет триоз-фосфат, синтезируемый в строме, на немедленное (синтез сахарозы в цитоплазме) или замедленное (синтез крахмала в хлоропласте) использование этих молекул клеткой (рис. 2).

Как и все живые организмы, наша жизнь сильно зависит от продукции растений и, следовательно, от фотосинтеза. Таким образом, каждый атом углерода каждой молекулы в нашем организме обязательно пересек ограничивающую мембрану хлоропласта: один раз в форме CO ₂ , а второй в виде триозофосфата.

2. Экспорт триоза фосфата для синтеза сахарозы

Присутствие в строме большого пула фосфата (около 10 мМ) позволяет АТФ-синтазе работать (см. Фокус синтеза АТФ).Путем замены молекулы триозофосфата, продуцируемой в строме цикла Бенсона-Бассама-Кальвина, на молекулу фосфата из цитозоля, уникальный белок, расположенный во внутренней мембране оболочки, транслокатор фосфат / триозофосфат, поддерживает пул фосфатов. на оптимальном уровне.

Экспортированные молекулы триозофосфата играют фундаментальную роль в экономике клетки. Они будут использоваться для гликолиза, от которого происходят практически все основные метаболические пути. Очень быстро составляющие их атомы углерода будут обнаружены в углеводах, липидах, белках и нуклеиновых кислотах растений.Это случай сахарозы, синтез которой высвобождает фосфат, который может вернуться в хлоропласт. Сахароза — это прежде всего форма транспорта продуктов фотосинтеза: она перемещается от клетки к клетке к проводящим сосудам (расположенным в венах листьев и стеблей). Затем он экспортируется на другие территории растений (, например, корня), где он будет потребляться или храниться, в основном в форме крахмала [2]. Было подсчитано, что каждый квадратный метр листа сахарной свеклы выделяет около 130 мг углеводов в минуту в проводящие сосуды.

3. Синтез крахмала в хлоропластах

Рис. 3. Растительная клетка с крахмальными зернами внутри хлоропластов. [Источник: Фотография Элдона Ньюкомба © Попечительский совет системы Висконсинского университета]. Есть клеточная стенка, ядро, митохондрии (место клеточного дыхания), хлоропласты (место фотосинтеза) и вакуоль. Когда концентрация фосфата в цитоплазме низкая ( например, в конце дня, когда основные метаболические пути забиты), транслокатор фосфата в оболочке больше не может функционировать.Затем берет начало синтез крахмала в строме: этот высокополимер глюкозы не представляет риска, в отличие от небольших молекул, таких как сахароза, для повышения осмотического давления стромы. Таким образом, зерна крахмала хранятся в хлоропласте (рис. 3). Кроме того, синтез крахмала высвобождает фосфат и, таким образом, позволяет функционировать АТФ-синтазе: фотосинтез продолжается, сохраняя богатые углеродом молекулы для последующего использования организмом, а также другими живыми организмами, потребляющими растения в своем рационе.

4. Крахмал как форма хранения продуктов фотосинтеза

Рис. 4. Крахмальные зерна в амилопластах клеток клубней картофеля. [Источник: https://www.wikiwand.com/fr/Amidon] Поскольку он не увеличивает осмотическое давление в клеточных компартментах, где он синтезируется (хлоропласты, амилопласты и т. Д.), Крахмал является идеальной формой хранения для продуктов фотосинтеза у высших растений:

• В фотосинтетических листьях крахмал накапливается в течение дня и повторно мобилизуется ночью, чтобы поддерживать дыхание и рост в темноте.
• В органах хранения, таких как клубни, луковицы или семена, крахмал служит долгосрочным резервуаром углерода (рис. 4), который позже ремобилизируется во время прорастания семян или развития луковиц или клубней.

Помимо своей центральной роли в физиологии растений, крахмал также имеет большое экономическое значение. Это второй по распространенности биополимер на Земле после целлюлозы и самый важный углевод, используемый в продуктах питания и кормах. Он представляет собой главный ресурс наших продуктов питания и сырье для различных промышленных применений, таких как производство биоэтанола (см. Биотопливо: будущее за микроводорослями?).

---

Примечания и ссылки

Обложка. [Источник: Фотография Элдона Ньюкомба © Попечительский совет системы Висконсинского университета]. Часть рисунка 3

[1] Дус Р. и Джойард Дж., 1977, Le chloroplaste. La Recherche , 8, 527-537; Дус Р. и Джойард Дж., 1990, Биохимия и функция пластидной оболочки. Анну Рев Клетка Биол . 6: 173-216; Жойар Ж., Тейсье Э., Мьеж К., Берни-Сеньорэн Д., Марешаль Э., Блок М.А., Дорн А.Дж., Роллан Н., Аджлани Г. и Дус Р., 1998, Биохимический аппарат мембран пластидных оболочек, Plant Physiol. 118, 715-723.

[2] Гейгенбергер П. (2011) Регулирование биосинтеза крахмала в ответ на колебания окружающей среды. Plant Physiol. 155, 1566-1577.

---

Узнать больше

• Две мембраны хлоропластной оболочки можно просматривать в интерактивном режиме на веб-сайте «SUN Chloroplast E-book»
• Фарино Дж.И Морот-Годри Ф., 20171, La Photosynthèse, Quae, ISBN 978-2-7592-2667 2 (3-е издание)
• Пфистер Б. и Зееман С.С. (2016). Образование крахмала в клетках растений. Клеточные и молекулярные науки о жизни: CMLS , 73 (14), 2781-2807. DOI: 10.1007 / s00018-016-2250-x
• https://www.wikiwand.com/fr/Amidon

Plantae | Роль часов в управлении метаболизмом крахмала

Автор: Масанори Идзуми

Место работы: Институт пограничных исследований междисциплинарных наук, Университет Тохоку, Сендай 980–8578, Япония

Растения — фотоавтотрофы, которые растут за счет производства фотосинтетической энергии.Под воздействием облучения хлоропласты в зеленых тканях растения преобразуют световую энергию в химическую энергию и ассимилируют атмосферный CO ₂ в сахара для поддержки роста. Однако растения не перестают расти ночью — они накапливают часть сахаров, полученных в результате фотосинтеза, в течение дня, а затем потребляют их для роста в ночное время (Smith and Stitt, 2007). Эти сахара хранятся в виде гранул нерастворимого крахмала у многих видов растений, включая Arabidopsis ( Arabidopsis thaliana ).

Исследования с использованием мутантов без крахмала Arabidopsis, у которых хлоропластные ферменты, продуцирующие крахмал, недостаточны (Caspar et al., 1985; Lin et al., 1988), продемонстрировали важность непрерывного снабжения сахаром в течение всего дня для роста растений. В мутантах, не содержащих крахмала, растворимые сахара гипераккумулируются как альтернатива крахмалу; однако они быстро истощаются рано ночью, тем самым вызывая сахарное голодание позже ночью (Gibon et al., 2004; Bläsing et al., 2005).Эта временная нехватка сахара прерывает рост в ночное время и замедляет возобновление роста на следующем рассвете, что приводит к значительной задержке роста (Smith and Stitt, 2007). Поэтому растения должны контролировать скорость разложения крахмала, чтобы избежать ночного дефицита сахара.

Циркадные часы играют роль в контроле разложения крахмала. Когда растения Arabidopsis внезапно подвергаются искусственному более раннему закату во время роста в условиях светового / темного циклов, они избегают нехватки сахара, замедляя скорость распада крахмала в течение ночи, что указывает на то, что растения ожидают время до следующего рассвета (Graf et al., 2010). Факторы транскрипции CIRCADIAN CLOCK ASSOCIATED 1 (CCA1) и ПОЗДНИЙ УДЛИНЕННЫЙ ГИПОКОТИЛ (LHY) составляют осциллятор циркадных часов (Mizoguchi et al., 2002), а двойные мутанты cca1 lhy исчерпывают запасы крахмала и, следовательно, испытывают сахарное голодание, прежде чем рассвет в период 12 часов света / 12 часов темноты (Graf et al., 2010). Эти результаты показывают, что растения контролируют скорость разложения крахмала с помощью предвкушения рассвета, опосредованного циркадными часами (Graf and Smith, 2011).

В природе растения подвергаются колебаниям освещенности, вызванным ежедневными изменениями погоды, а также затенением от соседей и изменениями структуры растительного покрова, вызванными ветром. Чтобы избежать ночного сахарного голодания, растения должны регулировать скорость расщепления крахмала, чтобы она соответствовала количеству крахмала, полученному в результате простого фотосинтеза, которое меняется изо дня в день. В текущем выпуске журнала Plant Physiology Moraes et al. (2019) оценивают роль циркадных часов в контроле оборота крахмала в ответ на количество суточно ассимилированного крахмала.Авторы установили экспериментальную систему, которая имитирует уменьшение фотосинтетического продукта из-за факторов окружающей среды: растения Arabidopsis, выращенные при 12-часовом освещении при 160 мкмоль · м ^-2 с ^-1 , подвергаются однодневным обработкам с пониженной интенсивностью света. (60, 30 или 5 мкмоль м ^-2 с ^-1 ) или пониженная концентрация CO ₂ без изменения светового периода.

Эти обработки вызывали элегантный градиент дневного увеличения и ночного уменьшения содержания крахмала в листьях (Рисунок 1).С уменьшением интенсивности света скорость накопления крахмала в течение дня снижалась, а распад крахмала в течение ночи также замедлялся. Ночное снижение содержания крахмала происходило линейно в условиях умеренно низкой освещенности (60 и 30 мкмоль м ^-2 с ^-1 ), что позволяло избежать полного истощения крахмала. Низкая концентрация CO ₂ (40 ppm против 400 ppm в контрольных условиях) имитировала тяжелое сахарное голодание и помогла авторам отличить эффект измененной световой сигнализации от эффектов уменьшенной интенсивности света.

Авторы интегрировали большие наборы данных об изменениях метаболитов, связанных с продуктами фотосинтеза, и транскриптов, связанных с циркадными часами, во время однодневных процедур, описанных выше (Рисунок 1). Некоторые компоненты циркадных часов показали последовательные изменения в накоплении транскриптов в ответ на умеренное снижение уровня крахмала из-за более низкой интенсивности света; например, EARLY FLOWERING 4 ( ELF4 ), компонент вечернего комплекса в циркадных часах Arabidopsis, был подавлен.Кроме того, во время однодневного лечения пониженные уровни крахмала сопровождались более высокой экспрессией REVEILLE ( RVE ) в течение светового периода и ФАКТОРОВ ВЗАИМОДЕЙСТВУЮЩИХ С ФИТОХРОМОМ ( PIF ) в темный период. Эти изменения могут быть результатом слегка модулированной экспрессии ELF4 , поскольку вечерний комплекс служит супрессором транскриптов PIF (Huang and Nusinow, 2016). Однако изменения в транскриптах, связанных с часами, в ответ на изменение уровней крахмала были небольшими по сравнению с величиной собственных колебаний компонентов часов.Кроме того, изменения в экспрессии PIF и RVE из-за снижения доступности крахмала были больше, чем изменения компонентов циркадных часов, что привело авторов к не зависящей от часов активации для PIF и RVE . В целом авторы пришли к выводу, что система, не зависящая от суточных часов, контролирует оборот крахмала в ответ на ежедневные изменения количества фотосинтетических продуктов. Этот вывод согласуется с ранее предложенной моделью арифметического деления (модель AD), в которой скорость разложения крахмала устанавливается путем интегрирования количества крахмала и периода до наступления рассвета в качестве параллельных входных данных (Scialdone and Howard, 2015).

Однако данные Moraes et al. также согласуются с альтернативной моделью ежедневных изменений в динамике крахмала. Модель RMS утверждает, что циркадный осциллятор регулируется обратной связью, отражающей состояние сахарозы, которая является продуктом распада крахмала (Seki et al., 2017). Примечательно, что эта модель также предсказывает изменения в динамике крахмала в ответ на слабый свет без необходимости изменения фазы циркадного осциллятора (Seki et al., 2017), указывая на то, что модель RMS может учитывать небольшие изменения в циркадном ритме. часы и большие изменения в обороте крахмала, наблюдаемые во время однодневного лечения в текущем исследовании.

Также неизвестно, как растения определяют количество продуктов фотосинтеза, чтобы определить скорость разложения крахмала в ночное время. Могут ли растения напрямую определять количество нерастворимого крахмала? Есть ли сигнальные молекулы? Интересно, что трегалоза-6 фосфат действует как сигнал, отражающий энергетический статус (Figueroa and Lunn, 2016), а увеличение трегалозо-6 фосфата подавляет скорость разложения крахмала (Martins et al., 2013; dos Anjos et al., 2018). ). Такие сигнальные молекулы могут играть важную роль в повседневной регуляции обмена крахмала.Как растения воспринимают ежедневные результаты фотосинтеза и регулируют метаболизм сахара — важный вопрос, требующий дальнейшего изучения.

ПЕРЕИЗВЕДЕН С https://doi.org/10.1104/pp.19.00166

ЦИТИРОВАННАЯ ЛИТЕРАТУРА

Bläsing OE, Gibon Y, Gunther M, Hohne M, Morcuende R, Osuna D, Thimm O, Usadel B, Scheible WR, Stitt M (2005) Сахара и циркадная регуляция вносят основной вклад в глобальную регуляцию суточной экспрессии генов in Arabidopsis .Растительная клетка 17: 3257-3281

Caspar T, Huber SC, Somerville C (1985) Изменения роста, фотосинтеза и дыхания у некрахмалистого мутанта Arabidopsis thaliana (L.), дефицитного по активности фосфоглюкомутазы хлоропластов. Физиология растений 79: 11-17

dos Anjos L, Pandey PK, Moraes TA, Feil R, Lunn JE, Stitt M (2018) Регулирование обратной связи с помощью трегалозы-6-фосфата замедляет мобилизацию крахмала ниже скорости, при которой запасы крахмала в листьях арабидопсиса на рассвете истощаются.Plant Direct 2: e00078

Фигероа CM, Lunn JE (2016) История двух сахаров: трегалоза-6-фосфат и сахароза. Физиология растений 172: 7-27 https://doi.org/10.1104/pp.18.01418

Gibon Y, Blasing OE, Palacios-Rojas N, Pankovic D, Hendriks JHM, Fisahn J, Hohne M, Gunther M, Stitt M (2004) Корректировка суточного оборота крахмала на короткие дни: истощение сахара в ночное время приводит к временному подавлению утилизации углеводов, накоплению сахаров и посттрансляционной активации АДФ-глюкозопирофосфорилазы в последующий световой период.Завод J 39: 847-862

Graf A, Schlereth A, Stitt M, Smith AM (2010) Циркадный контроль доступности углеводов для роста растений Arabidopsis в ночное время. Proc Natl Acad Sci U S A 107: 9458-9463

Graf A, Smith AM (2011) Крахмал и часы: темная сторона продуктивности растений. Trends Plant Sci 16: 169-175

Хуанг Х, Нусинов Д.А. (2016) Вечером: сложные взаимодействия в циркадных часах Arabidopsis.Тенденции Genet 32: 674-686

Lin TP, Caspar T, Somerville C, Preiss J (1988) Выделение и характеристика не содержащего крахмала мутанта Arabidopsis thaliana (L.) heynh, лишенного активности АДФ-глюкозо-пирофосфорилазы. Физиология растений 86: 1131-1135

Martins MCM, Hejazi M, Fettke J, Steup M, Feil R, Krause U, Arrivault S, Vosloh D, Figueroa CM, Ivakov A, Yadav UP, Piques M, Metzner D, Stitt M, Lunn JE (2013) Ингибирование обратной связи деградации крахмала в листьях Arabidopsis, опосредованной трегалозой 6-фосфатом.Физиология растений 163: 1142-1163

Mizoguchi T, Wheatley K, Hanzawa Y, Wright L, Mizoguchi M, Song HR, Carre IA, Coupland G (2002) LHY и CCA1 являются частично избыточными генами, необходимыми для поддержания циркадных ритмов у арабидопсиса. Dev Cell 2: 629-641

Moraes TA, Mengin V, Annunziata MG, Encke B, Krohn N, Hoehne M, Stitt M (2019) Реакция циркадных часов и оборота крахмала на один день низкой освещенности или низкого CO _2. Физиология растений

Scialdone A, Howard M (2015) Как растения управляют запасами пищи в ночное время: количественные модели и открытые вопросы. Фронтальный завод Sci 6 : 204

Seki M, Ohara T, Hearn TJ, Frank A, da Silva VCH, Caldana C, Webb AAR, Satake A (2017) Регулировка циркадного осциллятора Arabidopsis с помощью передачи сигналов сахара диктует регуляцию метаболизма крахмала.